Kodu » dieedid » Pestitsiidide määramise meetodid. Toiduainetes leiduvate pestitsiidide jääkkontsentratsioonide õhukesekihikromatograafia Pestitsiidide kvalitatiivse iseloomustamise meetodid

Pestitsiidide määramise meetodid. Toiduainetes leiduvate pestitsiidide jääkkontsentratsioonide õhukesekihikromatograafia Pestitsiidide kvalitatiivse iseloomustamise meetodid

« Toiduainetes leiduvate pestitsiidide jääkkontsentratsioonide õhukese kihi kromatograafia»

SISSEJUHATUS

Peatükk 1. Tasapinnalise (õhukese kihi) kromatograafia alused

Peatükk 2. Pestitsiidide analüüsi kaasaegsete instrumentaalmeetodite kasutamise seis ja väljavaated

3. peatükk. Juhised kloororgaaniliste pestitsiidide määramiseks vees, toidus, söödas ja tubakatoodetes õhukese kihi kromatograafia abil

4. peatükk

Kirjandus

SISSEJUHATUS

Kemikaale (insektitsiidid, herbitsiidid, fungitsiidid) kasutatakse mulla väetamiseks, umbrohtude, putukate ja näriliste tõrjeks ning põllukultuuride kaitsmiseks hallituse ja seente eest. Nende abiga suurendavad nad tootlikkust, pikendavad taimede säilivusaega, parandavad puuviljade, köögiviljade ja teravilja välimust. Tänapäeval on valikus 5000 tüüpi pestitsiide ja 700 keemilist koostisainet. Võrreldes 1940. aastate algusega, mil pestitsiide hakati kasutama, on nende tarbimine põllumajanduses kümnekordistunud ning saagikadu, mis on tingitud taimekaitsevahenditest. putukate arv on viimase 50 aasta jooksul kahekordistunud. See statistika seab kahtluse alla pestitsiidide "tõhususe". Huvitav on see, et pestitsiidide kasutamine on viinud 650 kahjuriliigi väljakujunemiseni, mis on mõne sellise mürki suhtes vastupidavad.
Iga päev mürgitab maailmas umbes 3000 inimest pestitsiididega. See on üle miljoni mürgistuse aastas kemikaalidest, mis saastavad õhku, pinnast, vett ja toitu. Euroopa puhul ei ole need arvud vähem šokeerivad. Alles 2005. aastal hakati EL-i riikides püüdma kehtestada ühtseid standardeid toiduainetesse sattuvate kemikaalide ohtlikkuse hindamisel ja ühtset märgistust toidule. Teada on, et paljud taimekaitsevahendid on tervisele ohtlikud ja kantserogeensete omadustega, kuid seni ei saa ostja märgistuse järgi kindlaks teha, kui küllastunud on ostetud toode nendest ebatervislikest ainetest. Arenenud riikides on tarbijal põhimõtteliselt valida, kas osta "orgaanilisi" (kemikaalideta kasvatatud) tooteid või tavalisi. Hinnavahe on väga märkimisväärne ning "orgaaniliste" toodete valik pole nii suur kui tavalistel.

Keskkonnakaitseorganisatsioon tunnistab, et 320-st agronoomias kasutamiseks heaks kiidetud pestitsiidist on vähemalt 66 -
kahtlustatavad kantserogeenid. Paljud neist pestitsiididest on segatud 1200 neutraalse koostisosaga, mille koostisosi ei pea tootjad avalikustama, viidates "ärisaladusele". Neist 800 puhul pole mürgisuse taset veel kindlaks tehtud, kahtlustatakse, et need on kantserogeenid. , seega on see vajalik kasutada toidus leiduvate pestitsiidide tuvastamise meetodeid.

PEATÜKK 1. Tasapinnalise (ÕHEKIHISE) KROMATOGRAAFIA ALUSED

Tasapinnaline (õhukese kihi) kromatograafia

Õhukesekihiline (tasapinnaline) kromatograafia on keerukate looduslike, farmaatsia-, biomeditsiiniliste ja keemiliste objektide kvalitatiivses ja poolkvantitatiivses analüüsis üks juhtivaid kohti. Muude kromatograafiliste meetodite hulgas eristatakse tasapinnalist kromatograafiat järgmiste eeliste ja omadustega:

See on ainus kromatograafiline meetod, mis võimaldab tundmatu segu täielikku analüüsi, kuna uurijal on võimalus kontrollida, kas alguses on alles jäänud elueerimata komponente;

Ületab gaasi- ja

kõrgsurvevedelikkromatograafia, vähemalt suurusjärgus; kasutab lihtsamaid ja odavamaid seadmeid;

Sellel on kõrge selektiivsus, mida on lihtne varieerida, valides liikuva faasi koostise; erinevalt HPLC-st ei ole lahustite valikul piiranguid;

Võimaldab mitme proovi samaaegset eraldamist; ühe- või mitmekordse elueerimise kasutamine (erinevates tingimustes), samuti sama proovi komponentide samaaegne eraldamine erinevate eluentide abil;

Võimalik eraldusvõime optimeerimine

kromatograafiline süsteem komplekssegu eraldamisel ainult huvipakkuvate komponentide jaoks, mis säästab aega;

On võimalik tuvastada ühendeid, millel on kõrge

tundlikkus ja selektiivsus, mida saab kergesti varieerida ilmutusreagendi valimisel; saadud eraldamistulemusi on lihtne visuaalselt hinnata;

Saate kromatogramme hilisemaks salvestada

tuvastada ja teostada spektraalset tuvastamist

kromatograafilised tsoonid pärast eraldamist mis tahes lainepikkuse vahemikus, sealhulgas infrapunakiirgus.

Tasapinnalisel kromatograafial on ka mõned puudused:

Piiratud eraldusvõime eraldusala suhteliselt väikese pikkuse tõttu (3-10 cm);

Tundlikkus on madalam kui HPLC puhul;

Analüüsi tulemuste sõltuvus keskkonnast: suhteline õhuniiskus, temperatuur, samuti saasteainete olemasolu õhus;

Raskused töötamisel väga lenduvate proovidega, samuti õhuhapniku või valguse suhtes tundlike ainetega.

Klassikaline, kõige lihtsam ja laialdasemalt kasutatav õhukese kihi kromatograafia tehnika sisaldab järgmisi põhioperatsioone:

analüüsitud proovi kandmine sorbendikihile;

proovi komponentide eraldamine liikuva faasi voolus eraldi tsoonideks;

3) tsoonide tuvastamine sorbendikihil (sageli reagendiga, mis moodustab eraldunud ainetega värvilisi ühendeid);

4) saadud eraldumise kvantitatiivne hindamine, sealhulgas retentsiooniväärtuse määramine ja aine sisalduse määramine kromatogrammi tsoonides.

Ainetsooni asukohta kromatogrammil iseloomustab R f väärtus, mis võrdub stardijoone ja ainetsooni keskpunkti kauguse suhtega stardijoonest rindejooneni. Rf väärtus on selles süsteemis antud ühendi konstantne väärtus ja see sõltub paljudest tingimustest: elueerimismeetodist, sorbendi kvaliteedist ja aktiivsusest, kihi paksusest, lahustite kvaliteedist, pealekantava aine kogusest, lahustite jooksu pikkus, stardijoone asukoht ja peaaegu ei sõltu temperatuurist. Seda väärtust kasutatakse segu komponentide tuvastamiseks.

Segu komponentide eraldamise kvaliteeti tasapinnalises kromatograafias mõjutavad paljud tegurid: eralduskambri tüüp; kambri ja sorbendikihi eelküllastumine liikuva faasi aurudega; alguspunkti suurus; kaugus algusest kuni plaadi alumise servani; õhu suhteline niiskus laboriruumis; osakeste keskmine läbimõõt ja kuju; sorbendikihi pealekandmise paksus ja ühtlus; kihi mikrokahjustuste olemasolu; sorbenti siduva aine tüüp; elueerimiskiirus; lahusti maht kambris; lisandite olemasolu eluendis; konvektsioon gaasifaasis kambri sees.

Ainete segude eraldamiseks õhukeses sorbendikihis kasutatakse adsorptsiooni-, jaotus- ja ioonivahetuskromatograafiat, mis erinevad peamiselt lahustunud ainete ja tahkete või vedelate faaside vastastikmõju iseloomu poolest, millega nad kokku puutuvad. . Praktikas ei esine need vastasmõjud peaaegu kunagi isoleeritult ja ainete eraldumine on tingitud mitmest koostoimest. Sobiva kromatograafia variandi valikul tuleks ennekõike tähelepanu pöörata eraldatavate ainete struktuurile. Adsorptsiooni- ja jaotuskromatograafia abil eraldatakse ained, mille struktuur erineb polaarsete ja mittepolaarsete asendajate olemuse, arvu ja olemuse poolest. Õhukeses sorbendikihis kromatograafias kasutatakse kõige sagedamini adsorptsioonkromatograafiat, mida on lihtsam teostada, tõhusam ja analüüsitulemused on paremini reprodutseeritavad.

Sorbendid õhukese kihi kromatograafias

TLC-s sorbentidena kasutatakse materjale, mis vastavad järgmistele nõuetele: moodustavad keemiliselt ja füüsikaliselt stabiilsed kihid; ei moodusta eraldatud ainetega kovalentseid sidemeid; ei lahustu liikuvas faasis ega liigu sellega mööda plaati; ei sisalda komponente, mis segavad eraldamist või tuvastamist; neil pole oma värvi; ei paisu ega kahane liikuva faasi toimel.

Sorbendi substraadina kasutatakse klaasi, alumiiniumfooliumi, polümeerkilesid (polüetüleentereftalaat). Aluspinnal oleva sorbendikihi stabiilsuse tagamiseks kasutatakse erinevaid sideaineid: kipsi (5-10%), silikasool, leelismetalli silikaate, polüakrüülamiid, polüakrüüleeter, tärklis. Adsorbendile lisatakse sageli fluorestseeruv indikaator, et tuvastada aineid, mis neelavad spektri UV-piirkonnas. Selleks kasutage: tsingi- ja magneesiumsilikaatide segu; tsingi ja kaadmiumsulfiidide segu; leelismuldmetallide volframid.

Suure tähtsusega, eriti eraldamise tõhususe seisukohalt, on sellised sorbentide omadused nagu osakeste läbimõõt, keskmine osakeste suuruse jaotus ja pooride suurus. Klassikalises õhekihikromatograafias kasutatakse plaatide valmistamiseks osakesi suurusega 5–20 µm. Kõrgefektiivse õhukese kihi kromatograafia (HPTLC) jaoks on vaja sorbenti, mille osakeste läbimõõt on 5–7 µm. Plaatide omaduste võrdlus TLC ja HPTLC jaoks on toodud tabelis.22. Monoliitsed sorbendid on uue põlvkonna statsionaarsed faasid, mida saab kasutada ja mis saadakse tasapinnalises kromatograafias metakrüülpolümeeride, näiteks glütsiinmetakrülaadi ja etüleendimetakrülaadi kopolümeeri otsesel kopolümerisatsioonil. Monoliitsed statsionaarsed faasid ei sisalda osakesi ning eraldusruumi rolli mängivad voolukanalite (pooride) pind ja maht. Monoliitsete sorbentide makropoorne struktuur sisaldab vähemalt kahte tüüpi poore: makropoore ja mesopoore. Selliste kandjate eelisteks on eraldamise kiiruse ja tõhususe märgatav kasv, kuna neil ei ole liidese massiülekande tavalisi difusioonipiiranguid.

Tabel 1. Klassikaliste (TLC) ja suure jõudlusega (HPTLC) õhukese kihi kromatograafia plaatide omaduste võrdlus.

Omadused
Keskmine osakeste suurus, mikronites
Kihi paksus, mikronid
Proovide arv
Lahusti esijooksu pikkus, mm
Eraldamise aeg, min
Lahusti kogus, ml
Avastamispiir, ng
imendumine

fluorestsents

TLC-s kasutatavad peamised sorbentide tüübid

silikageel

polaarne adsorbent, sisaldab aktiivseid silanooli- ja siloksaanrühmi, seda kasutatakse erineva polaarsusega ühendite eraldamiseks.

Alumiiniumoksiid

heterogeense pinnaga polaarne adsorbent, sisaldab aktiivseid OH-rühmi, millel on selgelt väljendunud prootoniaktseptor omadused; seda kasutatakse aromaatsete süsivesinike, alkaloidide, klorosüsivesinike, steroidide eraldamiseks

Florosil - peamine magneesiumsilikaat, asub vahepealsel positsioonil alumiiniumoksiidi ja silikageeli vahel; kasulik flavanoidide, steroidide ja atsetüülitud süsivesinike eraldamiseks

Polüamiidid - polaarsete sorbentide rühm segatud

eraldusmehhanism: karboksamiidrühm vastutab adsorptsioonimehhanismi eest, metüleenüksused vastutavad jaotusmehhanismi eest. Neid sorbente kasutatakse toiduvärvide, flavonoidide, tanniinide, nitrofenoolide, alkoholide, hapete eraldamiseks.

Modifitseeritud silikageelid erineva polaarsusega poogitud rühmadega (amino-, tsüano-, diool-, C2-, Cg-, C1g-).

Sorbendi oluline omadus on selle aktiivsus, mis sõltub veesisaldusest ja väheneb veesisalduse suurenedes sorbendis.

Sorbendi valik on ainete segude edukaks eraldamiseks väga oluline. Eelkõige tuleb lähtuda eraldatavate ühendite omadustest: lahustuvusest (hüdrofiilsus, hüdrofoobsus), funktsionaalrühmade sisaldusest ja olemusest. Silikageelidel ja alumiiniumoksiidil adsorbeeruvad küllastunud süsivesinikud nõrgalt või üldse mitte. Kaksiksidemete, eriti konjugeeritud sidemete SISSEJUHTAMINE suurendab ühendite adsorptsioonivõimet.

Funktsionaalsed rühmad suurendavad veelgi ainete adsorbeerumisvõimet. Funktsionaalrühmade adsorptsioonivõime suureneb järgmises järjekorras:

CH=CH<ОСНз<СООR

Aine sisalduse kvantifitseerimiseks kromatograafilistes tsoonides kasutatakse erinevaid meetodeid:

1. Määramine koos kromatograafilise tsooni eemaldamisega plaadilt võib toimuda kahel viisil: kromatograafilise tsooni ülekandmisega koos sorbendiga või kromatograafilise tsooni ekstraheerimisega sorbendikihist.

2. Ühendite määramine otse plaadil täppide suuruse ja värvi visuaalse võrdlemise teel standardproovide laikude vastavate parameetritega.

3. Densitomeetria meetod, mis parandab määramistulemuste täpsust, põhineb kromatogrammide skaneerimisel nähtavas ja UV-valguses "kromatograafiliste spektrofotomeetrite" densitomeetrite abil. Densitomeetrid võimaldavad mõõta kromatogrammil aine valguse neeldumist ülekande- või peegeldusrežiimis, samuti fluorestsentsi ja selle summutamist. Ülekanderežiim on saadaval ainult siis, kui uuritaval ainel on spektri nähtavas piirkonnas neeldumisriba. UV-piirkonnas ei saa edastusrežiimis registreerimist teostada silikageeli ja kromatogrammi substraadi sisemise neeldumise tõttu.

4. Videodensitomeetri meetod on suhteliselt uus meetod kromatogrammide kvantitatiivseks töötlemiseks. Meetodi põhimõte seisneb kromatogrammi kujutise sisestamises arvutisse videokaamera või digikaamera abil, millele järgneb standard- ja analüütühendite täpiintensiivsuse võrdlus. Videodensitomeeter sisaldab valgustusplokki, videokaamerat koos videohõivekaardi või skanneriga, personaalarvutit koos installitud Windows operatsioonisüsteemiga ja vastavat tarkvara. Venemaal toodab selliseid komplekse STC "Lenchrome" (Peterburi) - densitomeeter "DenScan-O4" ja "Sorbpolimer" (Krasnodar) densitomeeter "Sorbfil". Kromatograafiliste andmete töötlemise programm võimaldab täita järgmisi funktsioone: sisestada kromatogrammide kujutisi ning salvestada need kõrge kvaliteediga ja eraldusvõimega; valida sisendkromatogrammi kujutisele tööala, kus pilti edasi töödeldakse; toota

kohtade automaatne või käsitsi otsimine; viige läbi laikude töötlemine, teisendage need kromatograafiliste piikide kujul, arvutage R r ja piikide pindala väärtused; mõõta aine sisaldust analüüsitud laikudes (suhtelistes ühikutes); kalibreerimissõltuvuste loomiseks sisestage kontsentratsiooni väärtused: lineaarne interpolatsioon; lineaarne lähendus rohkem kui, läbi kahe punkti; ruutinterpolatsioon; arvutab automaatselt aine sisalduse analüüsitud kohtades vastavalt sisestatud kalibreerimisväärtustele; esitada tulemused trükitud dokumentide kujul. 1-3

Täpi kvantitatiivne töötlemine videodensitomeetrias toimub vastavalt kahele tunnusele: punkti pindala ja selle ruumis oleva "mahu" järgi, kõige selle juures kasutatakse kolmanda koordinaadina heledust (täpivärvi intensiivsust) (joonis 1). . 1).

Riis. 1. Heleduse ruumilise jaotuse vaade punktipiirkonnas:

Ai,j - punktipunkti heledustaseme väärtus; Bi,j on aluspinna punkti heledustaseme väärtus.

5. Densitomeetria tasapinnalise skanneriga koos kromatogrammide töötlemise tarkvaraga, mis praktiliselt ei erine videodensitomeetrite jaoks kasutatavatest standardprogrammidest, kuid oluliselt madalama hinnaga. Sel juhul annab skaneerimine kromatograafilistest tsoonidest selgema pildi, mis on seletatav analüüsitavate objektide ebaühtlase valgustuse mõju vähenemisega kui videodensitomeetri puhul.

Rakendus praktiliste probleemide lahendamiseks. Nende kasutamine on eriti tõhus vees, pinnases ja õhus sisalduvate orgaaniliste saasteainete komplekssegude komponentide eelnevaks eraldamiseks (klasside, rühmade, aineliikide kaupa). Individuaalne tuvastamine ainult neid kasutades on raskendatud ülitundlike ja selektiivsete detektorite puudumise tõttu, lisaks on sihtkomponentide määramine vähem täpne kui GC ja HPLC puhul. Tihti kasutatakse TLC-d analüüsi esimeses etapis keerukate ja mitmekomponentsete orgaaniliste ühendite segude eraldamiseks eraldi lihtsamateks rühmadeks ja alles seejärel uuritakse neid rühmi üksikasjalikumalt "peenemate" meetoditega (GC, HPLC, NMR, IR). või massispektromeetria).

TLC kasutamine saastunud mage- ja merevee analüüsimisel avab laialdased võimalused ettevalmistavaks eraldamiseks enne muid meetodeid, soovitud lisandite eraldamiseks ja täiendavaks tuvastamiseks. TLC-d kasutatakse tuvastamiseks ja

erineva iseloomuga ainete poolkvantitatiivne määramine: pindaktiivsed ained, süsivesinikud, PAH-d, fenoolid, pestitsiidid.

Mitteioonsete pindaktiivsete ainete määramiseks reo- ja jõevees kasutatakse silikageeli või Kiselgeli kihiga plaate. Plaadile kantakse pindaktiivsete ainete kloroformi ekstrakt ja need eraldatakse, kasutades liikuva faasina etüülatsetaadi:vee:äädikhappe segusid. Laigud tuvastatakse pihustades seguga: Burgeri reaktiiv: fosforhape: etanool 5% BaCI 2 .2H 2 0 lahus (10:1:10:5). Pindaktiivsed ained ilmuvad roosade laikudena. Meetod võimaldab määrata vees 0,1 kuni 1,0 mg/l mitteioonseid pindaktiivseid aineid. Nendes tingimustes ekstraheeritakse ioonsed pindaktiivsed ained reoveest, kuid need liiguvad koos lahusti frondiga ega paista välja.

Fenoolide määramiseks on välja pakutud palju meetodeid. Klorofenoolid eraldatakse plaatidel alumiiniumoksiidiga korduval elueerimisel benseeniga või silikageeliplaatidel benseeni ja petrooleetri seguga (1:1) elueerimisel. Fenoolid määratakse 4-aminoantipüriini 2% lahuse manifestatsiooniga (tuvastuspiir 0,5 μg / l) või fluorestsents 254 nm juures (kuni 0,5 μg fenoole). Teine võimalus fenoolide määramiseks on eraldamine: antipüriini, 4-aminoantipüriini derivaatide või p-nitrofenüülasovärvidega.4-6

PEATÜKK 2. PESTITSIIDIDE ANALÜÜSI KAASAEGSETE INSTRUMENTAALSETE MEETODITE KASUTAMISE SEISUKOHT JA VÄLJAVAATED UKRAINAS

Pestitsiidide kasutamise ulatuse ja ulatuse suurenemine põllumajanduspraktikas stimuleerib jätkuvalt toksiliste orgaaniliste ainete madala kontsentratsiooniga analüütilise keemia meetodite väljatöötamist ja kasutamist keskkonnaobjektide, põllumajandusliku tooraine, sööda ja toidu analüüsimiseks. Pestitsiidide jääkide määramine nendes söötmetes ei ole sõltumatu tähtsusega, vaid on vajalik osa üldisest teabest, et saavutada pestitsiidide kasutamisega seotud riskide piisav hinnang. Riskide hindamine on minevikus olnud peamiselt seotud inimeste ohutusega ning seetõttu on pestitsiidide jääkide määramisel keskendutud peamiselt põllumajanduslikule toorainele ja toiduainetele. Viimastel aastatel on üha rohkem tähelepanu pööratud pestitsiidide mõjule mitte ainult inimesele, vaid ka nende keskkonnale, mis nõuab palju rohkem teavet mitte ainult kasutatavate pestitsiidide, vaid ka nende hävimis- ja ainevahetusproduktide jääkkoguste kohta erinevates keskkondades. Pestitsiidide jääkide uurimine hõlmab nüüd igat tüüpi põllumajanduslikke tooraineid, sööta ja toitu, vett, õhku ja mulda. See koos madala tarbimismääraga pestitsiidpreparaatide kasutuselevõtuga põllumajandustehnoloogiates (<10 г/га) требует принципиально новых подходов и методов для идентификации и количественного определения остатков пестицидов в различных средах.

Võttes arvesse teabe hulka, mida tuleb saada erinevate maatriksite ja söötmete analüüsist, peaks pestitsiidide jääkide mõõtmise (MPM) meetod vastama enamikule või kõigile järgmistest nõuetele:

Tagada analüüdi usaldusväärne eraldamine segavatest lisanditest;

Andke analüüdi ühemõtteline identifitseerimine;

omama madalat kvantifitseerimispiiri;

omada lühikest analüüsiaega;

on madala hinnaga;

Tagada tulemuste mõistlik täpsus ja õigsus;

Tagada tulemuste usaldusväärsus.

Meetodiarendajate soov neid nõudeid võimalikult täielikult rahuldada on üks peamisi stiimuleid MIM-i täiustamisel. Kaasaegne MVI, mis põhineb instrumentaalsetel analüüsimeetoditel, jaguneb järgmisteks etappideks:

Analüüsitud pestitsiidide ja nende metaboliitide ekstraheerimine;

Saadud ekstrakti puhastamine;

Analüüsitud pestitsiidide derivaatide ja nende hävimis- ja ainevahetusproduktide võimalik saamine;

Kromatograafiline eraldamine

Analüüsitavate ainete määramine (avastamine).

MVI-s kasutatav ekstraheerimismeetod peaks tagama analüütide kvantitatiivse ja selektiivse ekstraheerimise, s.t analüütide maksimaalse ekstraheerimise analüüsitavast maatriksist koekstraktsiooni (segavate) ainete võimalikult väikese ekstraheerimise taustal. Vastasel juhul on vaja saadud ekstrakti puhastamise keerulisemat etappi, mis toob paratamatult kaasa analüütide kadu ja analüüsi koguvea suurenemise. Sellest tulenevalt on tänapäeval levinud pestitsiidide jääkide analüüsis üldine suundumus kasutada ekstraheerimismeetodeid, mida on lihtne automatiseerida, mis vähendab käsitsi tehtavate sammude arvu ja kasutatavate orgaaniliste lahustite hulka ning võimaldab analüüsida suure hulga proove. Neid nõudeid täidab tahkefaasiline ekstraheerimine (SPE), mis on alternatiiv traditsioonilisele vedelik-vedelik ekstraheerimisele ja võimaldab kombineerida proovivõttu kontsentreerimisega. Kaubanduslikult saadaolevate valmiskassettide (kassettide) kasutamine SPE jaoks lihtsustab oluliselt proovide analüüsiks ettevalmistamise protseduuri võrreldes traditsiooniliste meetoditega. SPE-d ei kasutata mitte ainult veeanalüüsis, vaid ka mulla, puuviljade, köögiviljade ja muude toiduainete analüüsimisel. Nende maatriksite ekstraktidest, mis on saadud madala polaarsusega ja mittepolaarsete orgaaniliste lahustitega, kontsentreeritakse pestitsiidid molekulaarsetele sorbentidele dipool-dipool interaktsiooni või vesiniksidemete moodustumise tõttu. Nendel eesmärkidel kasutatakse silikageeli, florisiili või alumiiniumoksiidiga täidetud kassette. Oleme süstemaatiliselt uurinud erinevate klasside pestitsiidide jälgede dünaamilise sorptsiooni protsessi stüreeni ja divinüülbenseeni (polüsorb) makrovõrgu "üliristseotud" kopolümeeril. Huvitav on märkida, et seitsme Euroopa ühisprojektis SMT4-CT96-2142 Prantsusmaa, Belgia, Saksamaa, Hollandi, Hispaania ja Portugali uurimiskeskused, mis alustasid 1997. aastal ja mille teemaks oli meetodi väljatöötamine mitmete pestitsiidide jääkide määramiseks joogivees SFE abil, mis võimaldab kontrollida pestitsiide vees. tasemel 0,1 µg/l (vastavalt Euroopa joogivee direktiivi 80/778/EMÜ nõuetele), üheksa erinevate firmade sorbenti C18- pöördfaasi ja SDB-1 baasil. Nende uuringute tulemusena leiti, et kõige sobivam sorbent veest pärinevate pestitsiidide SPE jaoks oli SDB-1, stüreeni ja divinüülbenseeni kopolümeeril põhinev sorbent, mille tõhususe sel eesmärgil tegime kindlaks meie poolt eelmise sajandi 80ndate alguses.

Viimastel aastatel on mitmesugustest maatriksitest pestitsiidide ekstraheerimiseks kasutatud sfäärikriitilist vedeliku ekstraheerimist (SFE), mida peetakse alternatiiviks tavapärasele vedeliku ekstraheerimisele Soxhleti aparaadis. Ülekriitiliste vedelikena kasutatakse süsinikdioksiidi, lämmastikoksiidi ning süsinikdioksiidi ja lämmastikoksiidi segusid metanooli ja tolueeniga. Süsinikdioksiidi lahustumisomadused on superkriitilistes tingimustes (temperatuur 40 °C, rõhk 300 atm) sarnased freoonide või heksaani omadega. SFE üks peamisi eeliseid on see, et kõige selle juures ekstraheeritakse analüüsitud maatriksitest erinevate pestitsiidide jäägid ning nende hävimis- ja ainevahetusproduktid, mida traditsiooniliste meetoditega ei ekstraheerita isegi siis, kui ekstraheerimine toimub Soxhleti aparaadis. . SPE seadmed võimaldavad seda protsessi täielikult automatiseerida. Pestitsiidide analüüsi alal töötavad Ukraina analüütilised keemikud peavad veel tutvuma selle võimsa tööriistaga pestitsiidide jääkide eraldamiseks mullast, taimsest materjalist ja loomsetest kudedest, mis võimaldab ekstraheerida suurt hulka proove. Eriti muljetavaldav on SPE efektiivsus selliste supertoksiliste ainete nagu polüklooritud dibensodioksiinid ja polüklooritud dibensofuraanid analüüsimisel.

Pestitsiidide jääkide analüüsimisel ekstraktide puhastamise meetodina kasutatakse tänapäeval sageli geelkromatograafiat kas iseseisva meetodina või mitmeastmelise puhastusoperatsiooni etapina. See puhastusmeetod on eriti efektiivne suures koguses lipiide sisaldavate maatriksite analüüsimisel. Selle puhastusmeetodi puhul on enim kasutatud orgaanilistes lahustites töötavad geelid. On välja töötatud automatiseeritud seadmed, mis võimaldavad puhastada suurt hulka proove ilma laboritöötajate tähelepanuta. Selle puhastusmeetodi tõhusust demonstreerisime esmakordselt kodumaistes uuringutes Saturni ja Prefixi herbitsiide sisaldavate riisi ekstraktide puhastamiseks, kasutades geele, mis on moodustatud stüreeni ja divinüülbenseeni nõrgalt ristseotud kopolümeeridest, mis paisuvad hästi madala polaarses ja mittepolaarses orgaanilises aines. lahustid.

Geelkromatograafia on mitmeastmelise puhastusoperatsiooni asendamatu etapp pestitsiidide mitme jäägi (mitmejäägi) määramise meetodite väljatöötamisel ja kasutamisel. Kasutatavate pestitsiidide arvu suurenemine ja nende sattumise allikad keskkonnaobjektidesse, põllumajanduslikku toorainesse ja toiduainetesse tingib keemilis-analüütiliste uuringute mahu olulise kasvu. Loomulikult on igas analüüsitud maatriksis iga pestitsiidi määramiseks majanduslikult kahjumlik ja ebamugav kasutada eraldi MIM-i. Palju atraktiivsemad on sellised metoodilised lähenemised, mis võimaldavad katta kogu põllumajandustegevuses kasutatavate pestitsiidide koguse mitme MVI poolt. Sellel lähenemisel on mitmeid olulisi eeliseid: esiteks väheneb oluliselt analüüsi koguaeg; teiseks suureneb nende meetoditega määratavate pestitsiidide ja nende metaboliitide koguarv järsult ning kolmandaks saab neid meetodeid vajaduse korral kiiresti kohandada uute analüüsitud maatriksite ja uute pestitsiididega. Praegu kasutatakse välismaal pestitsiidide sisalduse kontrollimiseks ainult pestitsiidide mitme jäägi määramise meetodeid, mis võimaldavad määrata peaaegu kõiki põllumajanduspraktikas kasutatavaid pestitsiide ühes põllumajandustoorme, toidu, vee, mulla või mulla proovis. õhku. Näiteks võimaldab mitme jäägi määramise meetod AOAC 990.06 määrata ühes joogiveeproovis 29 kloororgaanilist pestitsiidi. AOAC 991.07 mitme jäägi meetod on loodud 44 lämmastiku- ja fosfaatorgaanilise pestitsiidi määramiseks ühes joogiveeproovis. Saksamaa tervishoiuministeeriumi mitme jäägi meetod S 8 on mõeldud 91 kloori, fosfori ja triasiini pestitsiidi määramiseks ühes puu- või köögiviljaproovis. Mitme jäägi S 19 (Saksamaa) määramise tehnika võimaldab ühes mullaproovis määrata 220 kloori, fosforit ja lämmastikku sisaldavat pestitsiidi. Euroopa projekti SMT4-CT96-2142 metoodika võimaldab ühest joogiveeproovist määrata 38 pestitsiidi, mis on metoodika väljatöötanud riikide jaoks prioriteetsed.

Kahjuks kasutatakse Ukrainas pestitsiidide jääkide sisalduse kontrollimiseks mõeldud MVI väljatöötamisel siiani lähenemist, mis kujunes välja endise NSV Liidu keemilise kahjuritõrje, taimehaiguste ja umbrohtude riikliku komisjoni sisikonnas ja mis koosneb iga pestitsiidi ja iga analüüsitava maatriksi jaoks on vaja välja töötada eraldi meetodid. See arendus põhineb pestitsiidide arendaja ettevõtte esitatud meetoditel koos sõltumatu labori poolt esitatud meetodite valideerimise aruandega ning põllukultuuride, pinnases, vees ja tööpiirkonna õhus pestitsiidide jääkide määramise põldkatsete tulemustega. . Neid metoodikaid esitab pestitsiidi tootearendusettevõte ainult pestitsiidi riikliku registreerimise läbimiseks Ukrainas, et näidata, et andmed pestitsiidijääkide kohta põllukultuurides, pinnases, vees ja tööpiirkonna õhus, mida ettevõte esindab, on olnud. saadud valideeritud meetoditega. Seega on pestitsiidi tootearendusettevõtte poolt pakutavad MVI-d mõeldud ainult pestitsiidi riikliku registreerimise eesmärgil, mitte aga MVI-d, mida kasutatakse pestitsiidi tootearendusriigis pestitsiidijääkide sisalduse kontrollimiseks põllumajanduslikus tooraines, toidus. tooteid ja keskkonnaobjekte. MVI väljatöötamise eesõigus, mille eesmärk on kontrollida pestitsiidide jääkide sisaldust erinevates meediumites, ei ole välismaal määratud pestitsiidide tootjatele, vaid ministeeriumidele ja osakondadele, kes vastutavad konkreetse kontrollivaldkonna eest. Näiteks USA-s on need Keskkonnakaitseagentuur (EPA) ja Toidu- ja Ravimiamet (FDA).

Seega selleks, et töötada välja kaasaegne strateegia MVI kasutamiseks pestitsiidide jääkide määramiseks Ukrainas, tuleb selgelt eristada MVI-d, mis on vajalikud pestitsiidide riiklikuks registreerimiseks, ja MVI-d, mis on ette nähtud riiklikuks kasutamiseks. pestitsiidide kasutamise sanitaar- ja epidemioloogiline järelevalve. Pestitsiidide riikliku registreerimise eesmärgil on majanduslikult ja metoodiliselt põhjendatud järgmine lähenemine MIM-i väljatöötamisele: üks pestitsiid - üks põllukultuur/keskkond - üks MVI. Selliste MVI-de väljatöötamine põhineb pestitsiidide tootearendusettevõtete esitatud meetoditel. Sel viisil väljatöötatud MVI-sid kasutatakse pestitsiidide jääkide määramisel põllumajanduslikus tooraines, pinnases, vees ja tööpiirkonna õhus ainult pestitsiidide registreerimiseelsete riiklike katsete käigus. Pestitsiidide kasutamise riikliku sanitaar- ja epidemioloogilise järelevalve teostamiseks on loomulikult vajalik MVI, mille väljatöötamisel lähtutakse ühest proovist mitme pestitsiidijäägi määramise põhimõttest. Selliste MVI kasutamine vähendab oluliselt nii nende väljatöötamise kui ka pestitsiidide kasutamise sanitaar- ja epidemioloogilise järelevalve kulusid. Praegu kaalutakse pestitsiidide seiresüsteemi töö taastamise küsimust, mis omal ajal (1984-1991) töötati välja VNIIGINTOKSis (praegu L.I. nimeline Ökohügieeni ja Toksikoloogia Instituut). Selline seire peaks põhinema ainult mitme pestitsiidijäägi määramise meetoditel. Oleme analüüsinud põllumajandustoorainetes, toiduainetes ja keskkonnaobjektides leiduvate pestitsiidide jääkide seire ühtse süsteemi toimimise keemilis-analüütilisi aspekte minevikus, visandanud viisid selle süsteemi moderniseerimiseks ja metoodilised lähenemisviisid mitmete pestitsiidijääkide määramise meetodite väljatöötamiseks. puu-, juurviljades ja vees.

Mitmeid Ukraina põllumajanduses kasutatavaid pestitsiide ei saa nende madala lenduvuse või ebapiisava termilise stabiilsuse tõttu otse gaasikromatograafiliselt määrata. Et neid ühendeid oleks võimalik GC abil määrata, muundatakse need erinevateks derivaatideks. Selline operatsioon suurendab tavaliselt lenduvust ja vähendab kromatografeeritud ühendite adsorptsiooni tahketel kandjatel, suurendab nende termilist stabiilsust ja parandab eraldumist. Mõnel juhul saavutatakse kõige selle juures ka saadud derivaatide tuvastamise tundlikkuse märkimisväärne tõus. Kõik see on reaktiivse gaasikromatograafia teema. Esmakordselt kodumaistes uuringutes oleme näidanud reaktsioonigaaskromatograafia kasutamise efektiivsust pestitsiidide analüüsimisel herbitsiidide – fenoksüalkaankarboksüülhapete derivaatide (2,4-D, 2,4-DM) jääkkoguste määramise näitel. ) toiduainetes. Sellest ajast peale on reaktsioonigaasikromatograafia meetodit laialdaselt kasutatud instituudi laborites pestitsiidide riiklike katsete läbiviimisel ning riikliku sanitaar- ja hügieenikontrolli läbiviimisel.

HPLC meetod on näidanud teatud eeliseid pestitsiidide ja nende metaboliitide ühisel määramisel ühes proovis. See kehtib eriti nende pestitsiidide kohta, mida ei saa GC abil määrata nende termilise ebastabiilsuse, kõrge polaarsuse ja madala lenduvuse tõttu. HPLC kasutamine pestitsiidide analüüsimisel välistab töömahuka derivatiseerimise. Instituut oli üks esimesi Ukrainas, kes hakkas seda meetodit pestitsiidide määramiseks kasutama. Praegu on HPLC paljudes instituudi laborites rutiinne analüüsimeetod. Seda meetodit kasutatakse eriti laialdaselt toiduainete riikliku sanitaar- ja hügieenikontrolli käigus.

Loetledes pestitsiidide jääkide analüüsimisel kasutatavaid kromatograafilisi meetodeid, ei saa mainimata jätta ka õhukese kihi kromatograafia (TLC) meetodit, mille avastasid 1938. aastal Ukraina teadlased N. A. Izmailov ja M. S. Schreiber. Poolkvantitatiivne TLC on endiselt odav ja tõhus meetod pestitsiidide jääkide eraldamiseks, tuvastamiseks ja poolkvantifitseerimiseks. Just TLC poolkvantitatiivne versioon mängis suurt rolli Ukraina tervishoiuministeeriumi keemilise analüüsi talituse moodustamisel pestitsiidide jääkide sisalduse jälgimiseks toiduainetes ja keskkonnaobjektides, kui GC ja HPLC meetodid veel puudusid. saadaval laialdaseks kasutamiseks. See oli suuresti tingitud instituudi seinte vahel tehtud tööst. Praegu kasutatakse pestitsiidide jääkide analüüsimisel TLC-d peamiselt alternatiivse analüüsimeetodina, et kinnitada GC ja HPLC meetoditega saadud pestitsiidide õiget identifitseerimist. TLC on asendamatu vahend ka pestitsiidide jääkide analüüsimisel, kui on vaja kontrollida väga suures koguses toidu- või keskkonnaproove pestitsiidide esinemise suhtes. Sellistel juhtudel rakendatakse tavaliselt sõeluuringu metoodikat. Kõiki proove, mis annavad "positiivse" reaktsiooni, analüüsitakse täiendavalt mõne spetsiifilisema instrumentaalmeetodiga (GC, HPLC, GC/MS, LC/MS), samas kui kõik negatiivsed sõelumise tulemused aktsepteeritakse lõplikena ilma igasuguse kontrollita. Instituudil on seadmed kvantitatiivse TLC jaoks (KAMAG, Saksamaa). Sellegipoolest tuleks TLC edasise kasutamise väljavaated pestitsiidide analüüsimisel peamiselt seostada selle meetodi poolkvantitatiivse versiooniga. Sellele pole alternatiivi.

Iga pestitsiidide kasutamise etappi maailma põllumajanduspraktikas alates eelmise sajandi 40ndate lõpust kuni tänapäevani saab iseloomustada oma keemiliste ja analüütiliste probleemidega. Siiski jääb muutumatuks üks probleem pestitsiidide jääkide analüüsis – vajadus pidevalt vähendada pestitsiidide kvantitatiivse määramise piire (limit of quantitafication, LOQ). Väga madalate kvantitatiivse määramise piiride saavutamisega MVI kasutamisel kaasneb analüüsitulemuse usaldusväärsuse (tuvastususaldusväärsuse) taseme langus. Sageli on väga madalate kvantitatiivsete piiride saavutamiseks vaja kasutada keerulist mitmeastmelist puhastusprotseduuri ja derivatiseerimisetappi, et saaks kasutada väga selektiivseid ja ülitundlikke detektoreid (ECD, TID). Sel juhul kaasnevad sellega paratamatult nende toimingute ajal analüüdi kaod, mis toob kaasa analüüsivea suurenemise. Lisaks aitab kaasa ka analüüsitava maatriksi koostise varieeruvus proovide lõikes. Sellega seoses ei saa analüütiline keemik alati rahuldada hügienisti ja toksikoloogi soovi saada väga madalate kvantitatiivsete määramispiiridega MVI tulenevalt kasutatavate instrumentide tehnilistest võimalustest ja väljatöötatava MVI metoodilistest piirangutest. MVI väljatöötamisel ei peaks analüütiline keemik keskenduma mitte ainult analüüsitavate pestitsiidide kvantitatiivse määramise madalate piiride saavutamisele, vaid ei tohi unustada ka pestitsiidijääkide analüüsi olulisemaid aspekte: tuvastamise usaldusväärsus ja tulemuste reprodutseeritavus. Teadaolevalt ei ole Ukrainas täna mõnedes põllukultuurides ja toiduainetes pestitsiidide sisaldus lubatud (nn nulltolerants) või on see avastamispiiri (LOD) tasemel, st arvestatakse kõiki tuvastatavaid pestitsiidide jääke. vastuvõetamatu. Sellistel juhtudel on esmatähtis pestitsiidi identifitseerimise usaldusväärsus, mitte selle sisalduse täpne kvantitatiivne kindlaksmääramine, kuna pestitsiidi avastamise fakt on aluseks põllumajandusliku tooraine või põllumajandusliku tooraine kasutamise keelamisele. toiduained. Nendel juhtudel on poolkvantitatiivse TLC variandi kasutamine täielikult õigustatud, tingimusel et kõige selle juures saavutatakse määratava pestitsiidi usaldusväärne identifitseerimine.

Mõistes analüütide identifitseerimise usaldusväärsuse parandamisega seotud küsimuste olulisust pestitsiidijääkide analüüsimisel, võtsime ette süstemaatilised uuringud kloori- ja lämmastikku sisaldavate pestitsiidide molekulidevaheliste interaktsioonide uurimisel gaasi- ja vedelikkromatograafia tingimustes. Samal ajal tuvastati esmakordselt korrelatsioonisõltuvuste olemasolu erinevate sorbtsioonimehhanismidega kromatograafiliste meetoditega saadud homoloogsete sorbaatide seeria liikmete retentsiooniparameetrite vahel. Selliste sõltuvuste kasutamise tõhusust pestitsiidide identifitseerimise usaldusväärsuse suurendamiseks demonstreeriti, kasutades homoloogset kloroalkanekarboksüül- ja klorofenoksüoksütaanhappeid ning nende estreid, klorofenoole, asendatud fenüülureas, nitrophenoolide ja nitrophenoolsete ühendite, asendatud benzocide, asendatavaid benzocisid, asendatud fenüülaid, nitrophenoolseid ja nitrophenoolseid ühendeid. näitena. 9

3. peatükk. JUHISED ORGANOKLOROGEENSTE PESTITSIIDIDE MÄÄRAMISEKS VEES, TOIDUS, SÖÖDAS JA TUBAKASOODETES ÕHUKIHIKROMATOGRAAFIAGA

Seda tehnikat on katsetatud ja soovitatud ametliku ekspertide rühmana NSV Liidu Põllumajandusministeeriumi juures asuva keemilise kahjuritõrje, taimehaiguste ja umbrohtude riikliku komisjoni juures.
Käesolevaid juhiseid kohaldatakse DDT, DDE, DDD, heksokloraani, aldriini, keltaani, heptakloori, metoksükloori, daktaali, tediooni ja eetersulfonaadi sisalduse määramisel vees, mullas, veinis, köögiviljades, puuviljades, seentes, teraviljas, segasöödas, juurtes. põllukultuurid ja haljassööt, kala, liha, lihatooted, siseorganid, piim ja piimatooted, loomne rasv, või ja taimeõlid, koogid, jahu, kestad, mesi, suhkur, munad ja munatooted, samuti tubakatoodetes.

Meetodi põhimõte. Meetod põhineb kloori sisaldavate pestitsiidide kromatograafial õhukese kihi alumiiniumoksiidi, silikageeli või "Silufol" plaatidel erinevates liikuvate lahustite süsteemides pärast nende ekstraheerimist uuritud proovidest ja ekstraktide puhastamist. Liikuvaks lahustiks on n-heksaan või atsetooniga segatud n-heksaan. Ravimite lokaliseerimise kohad leitakse pärast plaatide pihustamist hõbeammooniumi lahusega, millele järgneb ultraviolettkiirgus või pärast o-tolidiini sisaldavate Silufol plaatide kiiritamist ultraviolettvalgusega.

Reaktiivid ja lahused

Atsetoon, keemiliselt puhas, GOST 2603-71

Keemiline puhas ammoniaagivesi, GOST 3760-64

Alumiiniumoksiid 2 spl. kromatograafia aktiivsus, h, MRTU 6-09-5296-68. Sõelu läbi 100-silmalise sõela.

Väävelhappega immutatud alumiiniumoksiid. Kaks kaaluosa alumiiniumoksiidi (või ränioksiidi) asetatakse portselanmörti, valatakse ühe mahuosa väävelhappega ja segatakse hoolikalt. Segu valmistatakse vahetult enne kolonnide valmistamist jahu, koogi, kesta proovide ekstraktide puhastamiseks.

Keemiliselt puhas benseen, GOST 5955-68

N-heksaan puhas, MRTU 6-09-2937-66

Kaaliumoksalaat, analüütiline, GOST 5868-68

Kaltsiumsulfaat chda, GOST 3210-66. Kuivatage 6 tundi ahjus 160 kraadi juures. C. Sõelu läbi 100-mešši sõela.

Ränioksiid fosforite jaoks h, MRTU 6-09-4875-67

Veevaba naatriumsulfaat h, GOST 4166-66

Naatriumkarbonaat, keemiliselt puhas, GOST 4201-66, 0,5 n. lahendus

Naatriumkloriid, keemiliselt puhas, GOST 4233-66, küllastunud lahus

Petrooleeter (bp 40–70 kraadi)

Vesinikperoksiid, keemiliselt puhas (30% vesilahus), GOST 10929-64

Arenevad reaktiivid:

Ilmutusreaktiiv N 1. 0,5 g hõbenitraati lahustatakse 5 ml destilleeritud vees, lisatakse 7 ml ammoniaaki ja lahuse maht reguleeritakse atsetooniga 100 ml-ni; Valmis lahusele võib lisada 0,2 ml vesinikperoksiidi. Lahust tuleb hoida suletud kolvis pimedas kohas 3 päeva. 9 x 12 cm plaadil kulub 8 - 10 ml lahust. Ilmutusreagent N 2. 0,5 g hõbenitraati lahustatakse 5 ml destilleeritud vees, lisatakse 10 ml 2-fenoksüetanooli ja lahuse maht reguleeritakse atsetooniga 200 ml-ni, seejärel lisatakse 6 tilka 30% vesinikperoksiidi. lisatud.

Puhas hõbenitraat, GOST 1277-63

Väävelhape puhas, GOST 4204-66

Silikageel ASK (Voskresenski keemiatehas, Moskva piirkond)

Silikageel KSK, sõelutud läbi 100-silmalise sõela.

Standardnäidised:

DDT, DDD, DDE, aldriin, HCCH isomeerid, heptakloor, metoksükloor, keltaan, eetersulfonaat, daktaal, tedion hch.

Standardlahused: 10 mg sobivat pestitsiidi lahustatakse 100 ml mõõtekolvis n-heksaanis ja täiendatakse selle lahustiga märgini. Standardlahuseid tuleks hoida külmkapis lihvitud korgiga klaaspudelites.

Klaasvill, puhastatud konts. väävelhape, pesti destilleeritud veega ja kuivatati o-Tolidin h, MRTU 6-09-6337-69, 1% lahus atsetoonis2-fenoksüetanoolis

Etüülalkohol, puhastatud, TU 19-11-39-69

Kloroform, keemiliselt puhas, GOST 200-15-74

Süsiniktetrakloriid, keemiliselt puhas, GOST 20228-74

Etüüleeter (anesteesia jaoks), NSVL farmakopöa

Naatriumsulfaat, 2% vesilahus

Naatriumsulfaat, küllastunud lahus

2.4. Söögiriistad ja riistad

Veevann, TU 64-1-2850-76

Vaakum-rotaatoraurusti, IR TU 25-11-310-69 või lahusti eemaldaja, MRTU 25-11-67-67

Lehtrite keemiline, kuni dia. 6 cm, GOST 86-13-64

Jaotuslehtrid, mahutavus 100, 250, 500 ml, GOST 10054-75

Buechneri lehtrid, GOST 9147-69

Homogenisaator või koeveski

Pihustuskamber, TU 25-11-430-70

Kromatograafia kamber, mõõtmed 150 x 200, 105 x 165 mm, GOST 10565-63

Bunseni kolvid, TU 25-11-135-69

Mõõtekolvid, mahuga 50, 100 ml, GOST 1770-74

Kolvid nsh, mahutavus 100, 250, 500 ml, GOST 10394-63

Ümarkolvid nsh, mahutavus 150, 250, 500 ml, GOST 10394-63

Mikropipetid, GOST 1770-74 (standardlahuste pealekandmiseks)

Pipetid või süstlad proovide pealekandmiseks

Pipetid mahuga 1, 5, 10 ml, GOST 1770-74

Raputamisseade, MRTU 2451-64

Klaasplaadid 9 x 12, 13 x 18 cm

Klaaspihustid plaatide pihustamiseks

100 silma sõel (augu läbimõõt 0,147 mm)

Klaaskromatograafilised kolonnid (läbimõõt – kõrgus), 20 x 400, 15 x 150

Elavhõbe-kvartslamp

Mõõtesilindrid mahuga 25, 50, 100, 250, 500 ml, GOST 1770-74

Aurustustopsid N 3, N 1, GOST 9147-69

Plaatide ettevalmistamine kromatograafiaks

Plaat pestakse põhjalikult kroomisegu, soodalahuse, destilleeritud veega ja kuivatatakse, plaat pühitakse etüülalkoholi või eetriga ja

kaetud sorbtsioonimaterjaliga. Mass valmistatakse järgmiselt:

a) 50 g sõelutakse läbi 100-silmalise sõela. alumiiniumoksiid segatakse portselanmördis 5 g kaltsiumsulfaadiga, lisatakse 75 ml

destilleeritud vett ja segada uhmris või kolvis, kuni moodustub homogeenne mass. 10 g sorptsioonimassi kantakse 9 x 12 cm plaadile (20 g kantakse 13 x 18 cm plaadile) ja loksutades jaotatakse ühtlaselt üle kogu plaadi. Plaate kuivatatakse toatemperatuuril 18 - 20 tundi, kuivatada saab 20 minutit toatemperatuuril ja seejärel 45 minutit ahjus temperatuuril 110 kraadi. C.

b) 35 g KSK silikageeli, sõelutakse läbi 100-mešši sõela, segatakse 2 g kaltsiumsulfaadi ja 90 ml destilleeritud veega ning segatakse uhmris või kolvis kuni homogeense massini. Kandke plaatidele ja kuivatage nagu eespool. Portsjon on 10 taldrikule.

Kui õhukesed silikageeli lehed tumenevad pärast UV-kiirgusega kiiritamist, tuleb silikageel enne kasutamist lisanditest puhastada. Selleks valatakse silikageeli 18-20 tunniks lahjendatud vesinikkloriidhappega (1:1), hape kurnatakse, silikageeli pestakse veega ja keedetakse ümarkolvis 2-3 tundi lahjendatud lahusega. lämmastikhape (1: 1), pestakse voolava kraaniveega, seejärel destilleeritud veega kuni pesuvee neutraalse reaktsioonini, kuivatatakse ahjus 4–6 tundi temperatuuril 130 kraadi. Silikageel purustatakse ja sõelutakse läbi 100-mešši sõela.

Tšehhoslovakkia toodetud kromatograafiaplaadid "Silufol" UV-254 immutatakse enne kasutamist o-tolidiiniga. Selleks lastakse iga plaat 0,5 cm võrra alla 0,1% o-tolidiini atsetoonilahusesse ja valatakse kromatograafiakambrisse. Pärast seda, kui lahusti esiosa tõuseb plaadi ülemisse serva, eemaldatakse see ja kuivatatakse õhu käes, vältides otsest päikesevalgust. Pärast seda on plaadid kasutamiseks valmis. O-tolidiiniga immutatud plaate hoitakse eksikaatoris. Kasutatakse söödaanalüüsis.

Tšehhoslovakkia toodetud plaadid "Silufol" UV-254 pestakse destilleeritud veega kromatograafilises kambris, kuivatatakse õhu käes ja aktiveeritakse vahetult enne kasutamist ahjus temperatuuril 65 kraadi. 4 minuti jooksul. Kromatograafiliste kolonnide ettevalmistamine ekstraktide puhastamiseks

Kromatograafiline kolonn piimarasvast puhastamiseks. Kromatograafilise kolonni (20 x 400 mm) põhja asetage klaasvill või 500 mg rasvavaba vatti. Seejärel valatakse kolonni ASA silikageel (75 ml searasvaproovide ekstraktide puhastamiseks ja 70 ml kõigi teiste proovide jaoks) ja silikageel tihendatakse kolonni koputades. Kolonni pestakse 50 ml n-heksaani või petrooleetriga ja seda läbinud lahusti visatakse ära. Pärast seda on kolonn valmis kala, liha ja lihatoodete, piima ja piimatoodete, mee, munade jms proovide ekstraktide kromatograafiliseks puhastamiseks.

Kromatograafiline kolonn jahuproovide (lipiididega rikastamata) ja kestade ekstraktide puhastamiseks.

Kromatograafiakolonn täidetakse 1 cm kõrguseni klaasvillaga, seejärel viiakse kolonni sõelutud alumiiniumoksiid (I) 2,5 cm kihiga või ränioksiid - 3,5 cm. , kihi (II) kõrgus 2,5 cm. Iga kihti pestakse järjestikku heksaaniga (kokku 20-30 ml).

Lipiididega rikastatud kookide ja toitude analüüsimisel tuleks alumiiniumoksiidi kihti suurendada vastavalt 5 cm (I) ja 3 cm (II), ränioksiidi kasutamise korral - 6 cm (I) ja 3 cm ( II).

Vesi, vein. 200 ml proov asetatakse jaotuslehtrisse ja pestitsiide ekstraheeritakse loksutades 3 minutit n-heksaani või petrooleetriga kolmes 30 ml portsjonis või dietüüleetriga kolmes 50 ml portsjonis. Ühendatud ekstraktidesse valatakse 10 g veevaba naatriumsulfaati või filtreeritakse läbi lehtri, mis on 2/3 ulatuses täidetud naatriumsulfaadiga. Ekstraktid viiakse lahusti eemaldajasse ja lahusti destilleeritakse välja mahuni 0,2-0,3 ml. Vajadusel puhastatakse ekstrakt väävelhappega.

Köögiviljad puuviljad. 20 g purustatud proovi pannakse jahvatatud korgiga kolbi ja pestitsiide ekstraheeritakse kolm korda 15 minuti jooksul loksutil n-heksaani või petrooleetriga 30 ml portsjonitena. Ühendatud ekstraktid kuivatatakse veevaba naatriumsulfaadiga, viiakse lahusti eemaldajasse, lahusti destilleeritakse välja mahuni 0,2-0,3 ml ja kantakse plaadile.

Teravili, seened. Purustatud proovidest võetakse 20 g teravilja, 50 g tooreid või 10 g kuivi seeni ja pannakse jahvatatud korgiga kolbidesse. Pestitsiidid ekstraheeritakse kolm korda loksutil n-heksaani või petrooleetriga 30 ml portsjonitena. Ühendatud ekstraktid viiakse jaotuslehtrisse, lisatakse 10 ml veevaba naatriumsulfaadi küllastunud lahust väävelhappes ja loksutatakse õrnalt mitu korda. Eraldage orgaaniline kiht ja korrake töötlemist, kuni hape on värvitu. Ekstrakt pesti destilleeritud veega, kuivatati veevaba naatriumsulfaadiga ja lahusti destilleeritakse välja.

Õunad, kapsas, muru, hein. Jahvatatud korgiga kolvis valatakse 100 ml atsetooni 20 g purustatud õunu, 20 g kapsast, 40 g rohtu ja 20 g heina. Loksutage 2-3 minutit, lisage 20 ml destilleeritud vett ja jahutage jääl 30 minutit. Ekstrakt kurnatakse ja filtreeritakse külmalt, ekstraheerimist korratakse. Ühendatud vee-atsetooni ekstraktidest destilleeritakse atsetoon välja ja preparaate ekstraheeritakse vesijäägist n-heksaaniga kolmes 10 ml portsjonis 10 minutit. Heksaaniekstraktid puhastatakse veevaba naatriumsulfaadiga küllastunud väävelhappega. Kuivatage veevaba naatriumsulfaadiga. Lahusti destilleeritakse väikese mahuni ja kantakse plaadile. Kui puhastamine ei ole täielik (pärast lahusti aurustumist jääb kolvile valge kate), ekstrakt aurustatakse Kuivatatakse, pestakse jääk külma atsetooniga 3 korda 0,2 ml portsjonite kaupa ja kantakse kohe plaadile.

Segasööt. Uurimiseks võtke 40 g proov, niisutage seda kolvis 60 ml destilleeritud veega. Niisutatud proov jäetakse üleöö suletavasse kolbi. Pestitsiidide ekstraheerimine viiakse läbi kaks korda 50–100 ml heksaani-atsetooni 1:1 seguga, loksutades 2 tundi. Ekstraktid ühendatakse 500 ml jaotuslehtris, lisatakse kaks korda 50 ml destilleeritud vett ja pärast kihtide eraldamist valatakse alumine vesikiht teise jaotuslehtrisse ja pestitsiide ekstraheeritakse 40 ml heksaaniga. Veekiht tühjendatakse. Heksaaniekstraktid ühendatakse, filtreeritakse läbi lehtri 2/3 veevaba naatriumsulfaadiga täidetud paberfiltriga. Ekstraktid aurustatakse pöördaurustil mahuni 20-30 ml või kuivaks, seejärel lahustatakse kuiv jääk 20-30 ml heksaanis või petrooleetris. Ekstrakt viiakse jaotuslehtrisse ja puhastatakse väävelhappega, nagu eespool kirjeldatud.

Söök, kest, kook. Proovid: 15 g lipiididega rikastatud eine või kook; 20 g lipiididega rikastamata jahu või kestat jagatakse võrdseteks osadeks ja asetatakse 100-250 ml mahutavusega jahvatatud korgiga kolbidesse, valatakse heksaaniga (kolm mahtu heksaani ühe kaaluosa jahu kohta), loksutatakse loksutamisseadmega 30 minutit. Ekstrakt filtreeritakse läbi Buchneri lehtri ilma sadet lehtrisse kandmata. Näidatud kogus heksaani valatakse uuesti kolbi, loksutatakse 30 minutit, filtreeritakse, sade viiakse kvantitatiivselt Buchneri lehtrisse koos 30 ml heksaaniga (3 korda 10 ml). Saadud ekstrakt aurutatakse pöördaurustil või õhuvoolus temperatuuril mitte üle 40 kraadi 30 ml-ni, jääk jagatakse kaheks võrdseks osaks ja asetatakse 1 tunniks (vähemalt) külmkappi sügavkülma. Iga portsjon lastakse läbi eraldi alumiiniumoksiidi kolonni kiirusega 2 ml/min, peske kolbi ja kolonni 50 ml jahutatud etüüleetri/heksaaniga (15:85). See toiming tuleb läbi viia katkestusteta, järgmisel päeval lahkumata. Puhastatud ekstraktid ühendatakse ja aurustatakse mahuni 1 ml. Kolvist saadud jääk viiakse kvantitatiivselt mikropipeti abil kummist pirni abil 1 ml katseklaasi, kolbi ja mikropipetti pestakse 2-3 korda väikese koguse heksaaniga (kokku 0,3-0,5 ml), valades sama katseklaasi. Seejärel aurutatakse heksaan torust ettevaatlikult 50° juures veevannis peaaegu kuivaks (lõppmaht ligikaudu 2-3 tilka). Kui ekstrakti ja pesuvedeliku kogumaht ületab 1 ml, siis esmalt ekstrakt aurustatakse, lisades sellele järk-järgult pesuvedelikku. Kui aurustunud ekstraktis on valge, salvitaoline sade, lisage katseklaasi 5-6 tilka heksaani ja asetage see 15-20 minutiks külmkappi sügavkülma, seejärel dekaneerige kaks korda sama koguse heksaaniga. ja aurustage uuesti 2-3 tilga lõppmahuni.

Paralleelselt uuritud proovidega valmistatakse kaks näidisekstrakti. Iga ekstrakt saadakse ühest grammist pestitsiidivabast jahust (kuivaine ja pestitsiidi suhe on sama, mis uuritud proovides). Ühes ekstraktis lisatakse enne kolonnidel puhastamist mikrosüstlaga (mikropipetiga) määratud pestitsiide koguses 3 μg, teises - 0,75 μg. Aurutatud test- ja mudeliekstraktid kantakse mikropipeti või mikrosüstla abil kvantitatiivselt plaadile, pestes toru kolm korda väikese koguse heksaaniga.

Kala, liha ja lihatooted. Liha, lihatooted lastakse läbi hakklihamasina. Kala puhastatakse soomustest, siseorganitest ja lastakse ka läbi hakklihamasina. 20 g proovi segatakse veevaba naatriumsulfaadiga ja asetatakse jahvatatud korgiga kolbi. Pestitsiide ekstraheeritakse kaks korda heksaani-atsetooni või petrooleetri-atsetooni seguga vahekorras 1:1 50 ml portsjonitena 1,5 tunni jooksul loksutades.

Ekstrakt filtreeritakse läbi lehtri paberfiltriga, mis on 2/3 ulatuses täidetud veevaba naatriumsulfaadiga, seejärel lahusti destilleeritakse välja, kuiv jääk lahustatakse 20 ml n-heksaanis ja lisatakse ASA silikageeli kolonni. Pärast ekstrakti imendumist sorbenti elueeritakse pestitsiid 25–30 ml portsjonitena 110 ml benseeni ja heksaani seguga vahekorras 3:8. Eluaat kogutakse ümarapõhjalisse õhukese sektsiooniga kolbi, mille maht on 250–300 ml. 10 minutit pärast viimase osa lahusti imendumist pigistatakse sorbent pirniga välja. Eluaat destilleeritakse välja mahuni 0,1 ml ja kantakse kromatograafilisele plaadile.

Juhul, kui liha- või kalaproovid sisaldavad suures koguses rasva, tuleb pärast esimese ekstraktandi (atsetooni ja heksaani segu) aurustamist ja kuiva jäägi lahustamist heksaanis puhastada heksaaniekstrakt väävelhappega ja seejärel puhastada. kolonni puhastamine, nagu eespool kirjeldatud.

Loomne rasv, munad, munapulber. Rasv purustatakse hakklihamasinas, munapulber segatakse põhjalikult, munad eraldatakse valgust, munakollane ja valk kaalutakse ning analüüsiks võetakse ainult munakollane. Lõplik tulemus kloororgaaniliste pestitsiidide sisalduse kohta munas esitatakse kogu muna kohta. Kollane segatakse põhjalikult. 25 g ettevalmistatud proovi valatakse 50 ml atsetooni, segatakse ja kuumutatakse kuumaveevannis kuni lahusti keemiseni. Kolb jahutatakse, sellele lisatakse 10 ml jahutatud 2% naatriumsulfaadi lahust, segatakse ja jahutatakse 45 minutit jäävannis. Seejärel valatakse atsetoonikiht läbi rasvavaba vatikihi ümarapõhjalisse kolbi. Ekstraheerimist atsetooniga ja seejärel rasva külmutamist korratakse veel kaks korda. Kombineeritud ekstraktidest destilleeritakse atsetoon rootoraurustis või lahustieemaldis (vanni temperatuur mitte üle 70 kraadi +/- 2 kraadi) ja ekstraheeritakse kolm korda petrooleetriga 20, 10 ja 10 ml portsjonitena. Esimese ekstraheerimise kestus on 1 tund, järgnevad - 15 minutit. Petrooleeter kantakse 40 ml 2% naatriumsulfaadi vesilahusega jaotuslehtrisse, segage sisu 2 minutit, laske kihtidel eralduda ja visake vesifaas ära. Kihtide eraldamise parandamiseks võib lisada mõne ml küllastunud naatriumsulfaadi lahust. Ekstrakti pesemist korratakse veel kaks korda, misjärel petrooleeter valatakse keeduklaasi 20 g veevaba naatriumsulfaadiga, jaotuslehtrit loputatakse kaks korda 5 ml petrooleetriga. Kuivatatud ekstrakt kantakse kvantitatiivselt 50 ml mõõtesilindrisse ja lahuse maht reguleeritakse petrooleetriga 30 ml-ni. Järgmisena kantakse 30 ml ekstrakti ASA silikageeli kolonni, nagu ülalpool kirjeldatud. Sealiha rasvaproovide jaoks valatakse 75 ml ASA silikageeli, kõigi teiste proovide jaoks - 70 ml. Ekstraktide puhastamine toimub lihaproovide puhul kirjeldatud viisil. Eluaat kogutakse 150 ml ümarkolbi, lahusti aurustatakse mõne tilga mahuni ja kantakse kromatograafilisele plaadile.

Kallis. 30 g mett segatakse 3 g veevaba naatriumsulfaadiga ja pestitsiide ekstraheeritakse kolm korda heksaaniga 30 ml portsjonitena 15 minuti jooksul, hõõrudes mett ettevaatlikult kitsas keeduklaasis oleva klaaspulgaga. Ekstraktid ühendatakse ja destilleeritakse heksaaniga kuni 30 ml mahuni, seejärel viiakse ekstrakt heksaaniga 30 ml-ni. 30 ml ekstrakti lisatakse ASA silikageeliga kromatograafilisse kolonni ja ekstrakt puhastatakse ja lahusti aurustatakse ülalkirjeldatud viisil.

Suhkur. Eelnevalt vees lahustatud 50 g suhkruproovist ekstraheeritakse pestitsiidid jaotuslehtris 250 ml n-heksaaniga. Pestitsiidide ekstraheerimine viiakse läbi kolm korda 50, 25 ja 25 ml lahustiga, iga kord loksutades 5 minutit. Ühendatud heksaaniekstraktid puhastatakse kaasekstraktiivsetest ainetest (värvid, aminohapped, lipiidid) väävelhappemeetodil.

Piim ja piimatooted. Proove saab valmistada ühel järgmistest meetoditest.

Esimene viis. Koor, hapukoor, piim ja muud täispiimatooted. Analüüsiks võtke 20 g eelnevalt lahjendatud koort ja hapukoort võrdse koguse destilleeritud veega, 50 ml piimaga, keefiriga jne lisage kontsentreeritud väävelhapet (30 - 40 ml), kuni proov on täielikult mustaks muutunud. Jahutatuna 10-15 kraadini. lahus viiakse jaotuslehtrisse ja preparaate ekstraheeritakse heksaaniga 2 korda 25 ml portsjonitena. Täielikuks ekstraheerimiseks loksutatakse lehtrit 2 minutit, seejärel jäetakse 30 minutiks seisma, kuni kihid on täielikult eraldunud. Kui moodustub emulsioon, lisage 1-2 ml etüülalkoholi. Lisage jaotuslehtris ühendatud ekstraktidele 10 ml naatriumsulfaadiga küllastunud kontsentreeritud väävelhapet ja loksutage mitu korda õrnalt. Puhastamist jätkatakse kuni värvitu väävelhappe saamiseni.

Kohupiim, juust. 50 g kodujuustu või 10 g riivjuustu valatakse 40 ml heksaani või petrooleetriga, loksutatakse pidevalt 2-3 minutit ja jäetakse 30 minutiks seisma. Ekstraheerimist korratakse. Kombineeritud jaotuslehtri ekstraktid puhastatakse väävelhappega, nagu eespool kirjeldatud.

Teine viis. Piim, keefir, kalgendatud piim, kumiss ja muud täispiimatooted. 25 ml toodet asetatakse 300 ml jaotuslehtrisse, lisatakse 5 ml kaaliumoksalaati ja küllastunud naatriumkloriidi lahust, segatakse, lisatakse 100 ml atsetooni, loksutatakse 2 minutit. Lisage 100 ml kloroformi ja loksutage 2 minutit. Lehter jäetakse seni, kuni kihid on täielikult eraldunud. Ülemine faas visatakse ära, alumine faas valatakse õhukese osaga ümarkolbi ja lahusti aurutatakse kuivaks. Jääk pestakse ära 30 ml heksaaniga.

Kondenspiim, 10-20% koort. 10 g tootele lisada 10 ml küllastunud naatriumkloriidi lahust ja valada 150 ml jaotuslehtrisse. Segule lisatakse 40 ml atsetooni, loksutatakse 2 minutit, lisatakse 60 ml kloroformi, loksutatakse 2-3 minutit ja lastakse kuni faaside eraldumiseni. Seejärel toimige nagu pestitsiidide määramisel piimas.

Kondenspiimatooted. 10 g toodet pannakse klaasi, valatakse 10 ml vett, mille temperatuur on 45–50 kraadi. C, segada ja viia 150 ml jaotuslehtrisse, lisada 5 ml kaaliumoksalaati. Lehtri sisu segatakse, lisatakse 80 ml atsetooni ja loksutatakse 2-3 minutit. Lisage 100 ml kloroformi ja loksutage 5-7 minutit. Pärast faaside eraldamist valatakse alumine faas ümarkolbi, lahustid destilleeritakse ja kuiv jääk lahustatakse 30 ml petrooleetris. Kuivad piimatooted. 3 g kuivi piimatooteid (koor 2 g) valatakse klaasi, valatakse 15 ml destilleeritud vett, mille temperatuur on 40–45 kraadi. C, segage ja viige jaotuslehtrisse mahuga 300 ml, valage 5 ml kaaliumoksalaati ja küllastunud naatriumkloriidi lahust. Lehtri sisu segatakse, lisatakse 80 ml atsetooni ja loksutatakse 3-5 minutit, lisatakse 100 ml kloroformi, loksutatakse 5 minutit ja lastakse seista 3-5 minutit (kuni faaside eraldumiseni). Alumine faas valatakse ümarkolbi, lahusti destilleeritakse välja ja jääk pestakse välja 30 ml heksaaniga. Hapukoor, 30-40% koor. 5 g toodet kaalutakse keeduklaasi, lisatakse 10 ml küllastunud naatriumkloriidi lahust ja kantakse 150 ml mahutavusega jaotuslehtrisse. Klaasi pestakse 40 ml atsetooniga, pesuveed viiakse jaotuslehtrisse, mida loksutatakse 2–3 minutit, lisatakse 70 ml kloroformi ja loksutatakse 2 minutit. Lehter jäetakse mõneks minutiks seisma, kuni faasid eralduvad, alumine faas valatakse lahustite destilleerimiseks kolbi, lahusti destilleeritakse ja jääk pestakse 30 ml heksaaniga.

Kohupiim, juust. 10 g kodujuustu või riivjuustu tritureeritakse 10 ml küllastunud naatriumkloriidi lahusega ja viiakse 250–300 ml jaotuslehtrisse. Lisage 80 ml atsetooni, loksutage 2 minutit, lisage 100 ml kloroformi ja loksutage uuesti. Alumist faasi kasutatakse analüüsiks pärast lahustite destilleerimist, lahustades jäägi 30
ml heksaani. Järgmisena puhastatakse piima- ja piimatoodete proovide ekstraktid piimarasvast, mis on valmistatud teisel meetodil. Selleks kantakse 30 ml ekstrakti 70 ml ASA silikageeliga kolonni. Pärast ekstrakti imendumist sorbenti elueeritakse pestitsiid 25–30 ml portsjonitena 110 ml benseeni ja heksaani seguga vahekorras 3:8. Eluaat kogutakse 250-300 ml ümarapõhjalisse kolbi. 10 minutit pärast viimase osa lahusti imendumist pressitakse sorbent kummist pirniga välja. Pärast puhastamist destilleeritakse lahustid vaakumis välja.
Või. Sulata ümarkolvis veevannil 20 g võid, lisada 50 ml atsetooni, segada hoolikalt, kuni rasv lahustub, lisada 10 ml jääkülma destilleeritud vett ja jahutada jääl, kuni rasv tahkub (umbes 30 minutit). ). Tühjendage atsetooniekstrakt ja protseduuri korratakse veel 2 korda. Ümarkolvis olevatest kombineeritud ekstraktidest destilleeritakse atsetoon veevannil välja. Ülejäänud vesiekstraktist ekstraheeritakse pestitsiide heksaaniga kolmes 10 ml portsjonis 5 minuti jooksul. Jaotuslehtris ühendatud heksaaniekstrakte töödeldakse väävelhappega ja naatriumsulfaadiga. Puhastatud ekstrakt kuivatatakse veevaba naatriumsulfaadiga ja aurustatakse. Pinnas. 250 ml koonilistesse kolbidesse asetatud õhukuiva pinnase proovidele (10 g) lisatakse 10 ml ammooniumkloriidi 1% vesilahust ja jäetakse üheks päevaks suletuks. Seejärel lisatakse 30 ml atsetooni ja 30 ml heksaani segu ning kolbe loksutatakse üks tund loksutusseadmel. Kolbide sisu viiakse tsentrifuugituubidesse. Pärast tsentrifuugimist valatakse vedel osa koonilistesse kolbidesse, muld viiakse 10 ml 1% ammooniumkloriidi lahuse ja 30 ml atsetooniga esialgsetesse koonilistesse kolbidesse, lisatakse 30 ml heksaani ja ekstraheeritakse veel 30 ml. minutit. Seejärel ekstraktid kombineeritakse. Ühendatud ekstraktidele lisatakse jaotuslehtris 180 ml destilleeritud vett, loksutatakse õrnalt 5-7 minutit, lastakse vedelikel eralduda ja alumine vesikiht valatakse koonilisse kolbi. Heksaanikiht lastakse läbi veevaba naatriumsulfaadi (supilusikatäis või 30–40 g naatriumsulfaati). Vesi-atsetoonikihist ekstraheeritakse pestitsiide veel kaks korda 15 ja 10 ml heksaaniga, mis seejärel kuivatatakse sama naatriumsulfaadiga. Heksaaniekstraktid ühendatakse. Ekstraktide kontsentreerimine viiakse läbi kas pöördvaakumaurustis või vanni temperatuuril kuni 40 kraadi. C ja destilleerimisaeg 9–11 minutit või L-kujulise väljalaskeavaga kolbidest veevanni temperatuuril 72–75 kraadi. C.

Pinnaseproovide kontsentreeritud heksaaniekstraktid puhastatakse väävelhappega, nagu eespool teiste proovide puhul kirjeldatud, ja lahusti aurustatakse. Tubakas ja tubakatooted. 5 g tubakat pannakse 500 ml klaasist keeduklaasi, valatakse 50 ml kontsentreeritud väävelhappega ja segatakse põhjalikult klaaspulgaga, kuni proov on täielikult ühtlaselt söestunud. 10-15 minuti pärast lisatakse kolbi 25 ml heksaani, sisu segatakse põhjalikult ja lisatakse 20 ml süsiniktetrakloriidi. Pestitsiidid ekstraheeritakse proovist kolm korda 15 minuti jooksul, misjärel viiakse ekstrakt järjestikku üle jaotuslehtrisse ühe- või kahekordseks täiendavaks puhastamiseks väävelhappega.

Kromatograafia.

Kromatograafilisele plaadile selle servast 1,5 cm kaugusel kantakse uuritav proov süstla või pipetiga ühte punkti nii, et täpi läbimõõt ei ületaks 1 cm esimese koha keskpunkti. Proovist paremal ja vasakul 2 cm kaugusel asetage standardlahused, mis sisaldavad 10, 5, 1 μg uuritud ravimeid (või muud määratud kontsentratsioonidele lähedased kogused).

Rakendatud lahustega plaadid asetatakse kambrisse kromatograafia, mille põhjas 30 minutit enne algust kromatograafiaga, valatakse liikuv lahusti. Kui kasutate plaate õhukese alumiiniumoksiidi kihiga või silikageelil kasutatakse liikuva lahustina n-heksaani või heksaani ja atsetooni segu vahekorras 6:1, ravimite puhul, in mille R väärtus heksaanis on alla 0,3. Kasutades f plaadid "Silufol" mobiilne lahusti - 1% atsetooni lahus heksaan ja o-tolidiiniga immutatud Silufol plaadid - heksaan dietüüleetriga vahekorras 49:1. Plaadi serv koos rakenduslahendusi saab sukelduda mobiili lahusti mitte rohkem kui 0,5 cm.

Kui lahusti esiosa tõuseb 10 cm võrra, eemaldatakse plaat kambrist ja jäetakse mitmeks minutiks lahusti aurustumiseks. Seejärel niisutatakse plaati ilmutusreagendiga ja eksponeeritakse 10–15 minutiks UV-valgusega (lamp PRK-4). Plaadid tuleks asetada valgusallikast 20 cm kaugusele.

Kloororgaaniliste pestitsiidide juuresolekul tekivad plaadile hallikasmustad laigud. Kasutades analüüsiks o-tolidiiniga immutatud Silufol plaate, allutatakse need kohe pärast kromatograafiat mitme minuti jooksul UV-kiirgusele. Kloororgaaniliste pestitsiidide juuresolekul tekivad sel juhul sinised laigud. Kvantitatiivne määramine viiakse läbi proovi ja standardlahuste laikude pindalade võrdlemisel. Proovis oleva ravimi koguse, mis ei ületa 20 µg, ja selle täpi pindala plaadil on otsene proportsionaalne seos. Suurema ravimisisaldusega tuleks kasutada proportsionaalset osa uuritud ekstraktist.

Peatükk 4. MODERNNE RIISTVARA DISAIN

DENSITOMEETRIGA "DenScan" õhukese kihi kromatograafia süsteem

Eesmärk ja ulatus

DenScan densitomeetriga õhukese kihi kromatograafia ja elektroforeesi süsteemid on ette nähtud spektri nähtavas piirkonnas olevate ainete ja materjalide proovide koostise kvalitatiivseks ja kvantitatiivseks analüüsiks ning ultraviolettkiirguse lainepikkustel 254 ja 365 nm.

Ulatus - keemia, biokeemia, bioloogia, meditsiini, farmakoloogia, puhaste ainete, keskkonnaobjektide jm analüütiline kontroll.

Tehnilised andmed

Densitomeeter võimaldab parameetrite arvutamist ja kromatogrammide kvantitatiivset hindamist spektri nähtavas ja ultraviolettpiirkonnas (lmax = 254 nm, lmax = 365 nm)

· Töödeldud plaatide suurus, cm ........................................ .... mitte rohkem kui 15 x 15

· Kujutise sisestusaeg, s ................................................ ......... mitte rohkem kui 5

Kromatogrammi mõõtmise aeg, min.................................................................................5

Signaali-müra suhe: nähtav ala ............. mitte vähem kui 5/1

· UV, 254 nm................................................ .......................... vähemalt 5/1

· UV, 365 nm................................................ ................ vähemalt 5/1

· Suhteline RMS punkti pindala järgi, %

· nähtav ala ................................................... ................................... mitte rohkem kui 5

· UV, 254 nm................................................ ........................ mitte rohkem kui 5

· UV, 365 nm................................................ ........................ mitte rohkem kui 5

Rf väärtuste vahemik: nähtav ala .......... mitte rohkem kui 0,02

· UV, 254 nm................................................ ................ mitte rohkem kui 0,02

· UV, 365 nm................................................ ................. mitte rohkem kui 0,02

Valgustuskambri mass, kg ................................................ .. mitte rohkem kui 12 kg

· Valgustuskambri üldmõõtmed, mm.... mitte rohkem pikkus................................................ ................................ 420

laius.................................................. ................................ 420

kõrgus ................................................... .............................. 700

· Toitepinge, V ................................................... 220 ± 22/33

· Vahelduvvoolu sagedus, Hz ................................................... ... 50±1

· Keskmine aeg densitomeetri rikete vahel, h.... mitte vähem kui 5000

Densitomeetri koostis

Densitomeeter "DenScan" koosneb valgustuskaamerast, must-valgest või värvilisest videokaamerast või skannerist, pildisisendmoodulist ja andmetöötlussüsteemist.

Valgustuskamber on valmistatud plokkstruktuuri kujul, sealhulgas järgmised peamised sõlmed:

Valguse allikad:

päevavalguslambid

UV lambid, lainepikkus 254 nm

UV lambid, lainepikkus 365 nm

Korrigeerivate filtrite komplekt

Detektoriks on must-valge väikese suurusega videokaamera OS-45D vms, tundlikkusega vähemalt 0,02 luksi, käsitsi teravustamise ja ava käsitsi reguleerimisega või värviskanner eraldusvõimega 200 d.p.i. ja üle selle liidesega, mis vastab TWAIN-standardile

Vahetükkide seadistuslaud

Sidekanal pildi sisendplokiga

Andmetöötlussüsteem personaalarvuti ja "Dens" tarkvara abil. Arvuti miinimumnõuded:

Operatsioonisüsteem – Microsoft Windows 95, Windows 98, Windows NT (versioon 4.0 või uuem)

Protsessor - Pentium 100 MHz

Värviline monitor - diagonaaliga vähemalt 14 tolli

Kõvakettaruum - 10 MB

Manipulaator - "hiir"

Pildisisendploki videoblaster AverMedia ( ja selle jaoks mõeldud tarkvara) kasutatakse kromatogrammi kujutise saamiseks arvutimonitoril. Sarnaseid süsteeme on võimalik kasutada.

Plaadid ja lehed õhukese kihi kromatograafia (TLC) jaoks

Kromatograafia süstal МШ-50 (М-50) Kromatograafia süstal M-1N (MSh-1), M-5N (koos juhendiga)

Kromatograafia süstal MSH-10 (M-10N), MSH-50 (M-50N) (roostevabast terasest vars, koos juhikuga)

Kromatograafia süstal МШ-10М (М-10) (roostevabast terasest vars, tagasilöögivastase siduriga) 10

Kirjandus

1. Kirchner Yu. Õhukese kihi kromatograafia. M.: Mir, 1981.

2. Kromatograafia õhukeses kihis, Ed. E. Stahl. M.: Mir, 1965.

3. Jevgenjev M.I., Jevgenjeva I.I., Moskva N.A., Levinson F.S. 5-kloro-4,6-dinitrobensofurataan reaktiivina aromaatsete amiinide õhekihikromatograafias // Zavod. lab. 1992. V. 58, nr 4. S. 11-13.

4. Nazarkina S.G. Polüaromaatsete süsivesinike määramine keskkonnaobjektides vedelik- ja õhekihikromatograafiaga.

5. Sogolovsky B.M. Sorbfil densitomeeter kvantitatiivse TLC jaoks

6. Maa pinnavee keemilise analüüsi juhend (toimetaja A.D. Semenov) // Leningrad: Gidrometeoizdat. - 1977. - 540 lk.

7. Veeanalüüsi ühtsed meetodid. Toimetanud Yu.Yu. Lurie // M.: Keemia. - 1973. - 376 lk.

8. Lurie Yu.Yu. Tööstus- ja reovee analüütiline keemia. // M.: Keemia. - 1984. - 447 lk.

9. V.D. Chmil Staatus ja väljavaated pestitsiidide analüüsimiseks kasutatavate kaasaegsete instrumentaalsete meetodite kasutamiseks Ukrainas

10. http://www.izme.ru/

Kromatograafilised meetodid on jätkuvalt pestitsiidide analüütilise keemia peamine tööriist. Arengukiiruste osas on nende seas esikohal kapillaargaaskromatograafia (GC), kõrgsurvevedelikkromatograafia (HPLC) ja gaasikromatograafia-massispektromeetria (GC/MS, LC/MS). Kapillaar-GC-l pole mitme pestitsiidijäägi määramise meetodite väljatöötamisel alternatiivi. p>Mitmeid Ukraina põllumajanduses kasutatavaid pestitsiide ei saa nende madala lenduvuse või ebapiisava termilise stabiilsuse tõttu otse gaasikromatograafiliselt määrata. Et neid ühendeid oleks võimalik GC abil määrata, muundatakse need erinevateks derivaatideks. Selline operatsioon suurendab tavaliselt lenduvust ja vähendab kromatografeeritud ühendite adsorptsiooni tahketel kandjatel, suurendab nende termilist stabiilsust ja parandab eraldumist. Mõnel juhul saavutatakse sellega ka saadud derivaatide tuvastamise tundlikkuse oluline tõus. Kõik see on reaktiivse gaasikromatograafia teema. Esimest korda kodumaistes uuringutes oleme näidanud reaktiivgaaskromatograafia kasutamise efektiivsust pestitsiidide analüüsimisel herbitsiidide jääkkoguste määramise näitel - fenoksüalkaankarboksüülhapete derivaadid (2,4-D, 2,4-DM) toiduainetes. Sellest ajast peale on reaktsioonigaasikromatograafia meetodit laialdaselt kasutatud instituudi laborites pestitsiidide riiklike katsete läbiviimisel ning riikliku sanitaar- ja hügieenikontrolli läbiviimisel. AAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAAA

Loetledes pestitsiidide jääkide analüüsimisel kasutatavaid kromatograafilisi meetodeid, ei saa mainimata jätta ka õhukese kihi kromatograafia (TLC) meetodit, mille avastasid 1938. aastal Ukraina teadlased N. A. Izmailov ja M. S. Schreiber. Poolkvantitatiivne TLC on praegu odav ja tõhus meetod pestitsiidide jääkide eraldamiseks, tuvastamiseks ja poolkvantiteerimiseks. Just TLC poolkvantitatiivne versioon mängis suurt rolli Ukraina tervishoiuministeeriumi keemilise analüüsi talituse moodustamisel pestitsiidide jääkide sisalduse jälgimiseks toiduainetes ja keskkonnaobjektides, kui GC ja HPLC meetodid veel puudusid. saadaval laialdaseks kasutamiseks. See oli suuresti tingitud instituudi seinte vahel tehtud tööst. Praegu kasutatakse pestitsiidide jääkide analüüsimisel TLC-d peamiselt alternatiivse analüüsimeetodina, et kinnitada GC ja HPLC meetoditega saadud pestitsiidide õiget identifitseerimist. TLC on asendamatu vahend ka pestitsiidide jääkide analüüsimisel, kui on vaja kontrollida väga suures koguses toidu- või keskkonnaproove pestitsiidide esinemise suhtes. Sellistel juhtudel rakendatakse tavaliselt sõeluuringu metoodikat. Kõiki proove, mis annavad "positiivse" reaktsiooni, analüüsitakse täiendavalt mõne spetsiifilisema instrumentaalmeetodiga (GC, HPLC, GC/MS, LC/MS), samas kui kõik negatiivsed sõelumise tulemused aktsepteeritakse lõplikena ilma igasuguse kontrollita. Instituudil on seadmed kvantitatiivse TLC jaoks (KAMAG, Saksamaa). Sellegipoolest tuleks TLC edasise kasutamise väljavaated pestitsiidide analüüsimisel peamiselt seostada selle meetodi poolkvantitatiivse versiooniga. Sellele pole alternatiivi.

Iga pestitsiidide kasutamise etappi maailma põllumajanduspraktikas alates eelmise sajandi 40ndate lõpust kuni tänapäevani saab iseloomustada oma keemiliste ja analüütiliste probleemidega. Siiski jääb muutumatuks üks probleem pestitsiidide jääkide analüüsis – vajadus pidevalt vähendada pestitsiidide kvantitatiivse määramise piire (limit of quantitafication, LOQ). Väga madalate kvantitatiivse määramise piiride saavutamisega MVI kasutamisel kaasneb analüüsitulemuse usaldusväärsuse (tuvastususaldusväärsuse) taseme langus. Sageli on väga madalate kvantitatiivsete piiride saavutamiseks vaja kasutada keerulist mitmeastmelist puhastusprotseduuri ja derivatiseerimisetappi, et saaks kasutada väga selektiivseid ja ülitundlikke detektoreid (ECD, TID). Sellega kaasnevad aga paratamatult nende toimingute käigus analüüdi kaod, mis toob kaasa analüüsivea suurenemise. Lisaks aitab kaasa ka analüüsitava maatriksi koostise varieeruvus proovide lõikes. Sellega seoses ei saa analüütiline keemik alati rahuldada hügienisti ja toksikoloogi soovi saada väga madalate kvantitatiivsete määramispiiridega MVI tulenevalt kasutatavate instrumentide tehnilistest võimalustest ja väljatöötatava MVI metoodilistest piirangutest. MVI väljatöötamisel ei peaks analüütiline keemik keskenduma mitte ainult analüüsitavate pestitsiidide kvantitatiivse määramise madalate piiride saavutamisele, vaid ei tohi unustada ka pestitsiidijääkide analüüsi olulisemaid aspekte: tuvastamise usaldusväärsus ja tulemuste reprodutseeritavus. Teadaolevalt ei ole Ukrainas praegu mõnedes põllukultuurides ja toiduainetes pestitsiidide sisaldus lubatud (nn nulltolerants) või on see avastamispiiri (LOD) tasemel, st tuvastatavad pestitsiidijäägid on peetakse vastuvõetamatuks. Sellistel juhtudel on esmatähtis pestitsiidi identifitseerimise usaldusväärsus, mitte selle sisalduse täpne kvantitatiivne kindlaksmääramine, kuna pestitsiidi avastamise fakt on aluseks põllumajandusliku tooraine või põllumajandusliku tooraine kasutamise keelamisele. toiduained. Nendel juhtudel on poolkvantitatiivse TLC variandi kasutamine täielikult õigustatud, tingimusel et saavutatakse kindlaksmääratava pestitsiidi usaldusväärne identifitseerimine.

Leiutis käsitleb ökoloogiat, nimelt meetodit erinevate keemiliste klasside pestitsiidide samaaegseks määramiseks bioloogilises materjalis. Selleks homogeniseeritakse kalamaks veevaba naatriumsulfaadi ja naatriumvesiniktsitraadiga, ekstraheeritakse atsetonitriiliga, loksutatakse ja settitakse. Järgmisena tsentrifuugitakse proove kiirusel 3000 p/min ja lisatakse sorbendid - silikageel C-18, Bondesil-PSA ja veevaba naatriumsulfaat, misjärel tsentrifuugimist korratakse. Saadud lahus aurustatakse, kuiv jääk lahustatakse atsetonitriilis ja analüüsitakse HPLC-ga UV-detektoriga. Leiutis võimaldab hinnata bioloogiliste objektide pestitsiididega saastatuse taset keskkonnaseire käigus. 2 ill., 4 pr.

Leiutis käsitleb keskkonnakeemia valdkonda ja seda saab kasutada erinevate keemiliste klasside pestitsiidide ühiseks määramiseks ühes proovis.

Pestitsiididega keskkonnareostuse probleem kerkis esile 1950. aastate keskel, mil nende ainete tootmine ja kasutamine laialt levis. Pestitsiidid kui ökotoksilised ained on igal aastal avaldanud üha märgatavamat mõju elusloodusele ja inimeste tervisele.

Põllumajanduses kasutatavad pestitsiidid, lahustunud ja tahkel kujul, viiakse jõgede ja merede vetesse, kus need settivad põhjasetetesse või lahjenevad veemassis. Veekogude reostamine pestitsiidide ja nende lagunemissaadustega on nende normaalsele bioloogilisele funktsioneerimisele väga ohtlik. Kemikaalide ratsionaalsel kasutamisel põllumajanduses satub veekogudesse minimaalne kogus ravimeid.

Vaatamata suhteliselt madalale kontsentratsioonile vees ja põhjasetetes võivad pestitsiidid veeökosüsteemide kõrgeima troofilise lülina veeorganismide, eriti kalade, elutähtsatesse organitesse ja kudedesse üsna intensiivselt akumuleeruda. Pestitsiidid satuvad kalade organismi peamiselt osmootselt lõpuste kaudu ja osaliselt läbi naha, toiduobjektide kaudu, jaotuvad kõikidesse organitesse ja kudedesse, koondudes suurimates kogustes siseorganitesse (maks, neerud, sooleseinad, põrn). Kuna pestitsiididel on omadus lahustuda ja akumuleeruda rasvades, ei eritu need peaaegu üldse kehast. Ja isegi väike, kuid pidev pestitsiidide tarbimine suurendab nende kontsentratsiooni kalade rasvavarudes.

Kõige keerulisem on mittetuntud ainete, vaid kogu praktikas kasutatavate pestitsiidide loetelust ühendite komplekti määramine, mille arv ületab 1000 nimetust.

Maailmas eksisteerivad kalade pestitsiidide sisalduse määramise meetodid (QuEChERS) ei ole teadus- ja rakendusvaldkondades seni laialdast rakendust leidnud. Pestitsiidid määratakse peamiselt gaas-vedelik kromatograafiaga koos massispektromeetrilise detekteerimisega (GC-MS), kus pestitsiidide identifitseerimine toimub eelnevalt koostatud massispektrite raamatukogust. Pestitsiidide jääkide määramise HPLC arengukiirus on praegu peaaegu 2 korda kõrgem kui gaas-vedelikkromatograafia arengukiirus.

Kõrgefektiivne vedelikkromatograafia (HPLC) on üks informatiivsemaid analüüsimeetodeid. Seda kasutatakse laialdaselt kõigis arenenud riikides, kuid võrreldes teiste füüsikalis-keemiliste analüüsimeetoditega nõuab see kõrgelt kvalifitseeritud töötajaid ning ühe analüüsi maksumus ulatub mitmekümne ja isegi sadade USA dollariteni. Seega tundub HPLC analüüsi protseduuri lihtsustamine ja selle maksumuse vähendamine olevat oluline ülesanne.

Need HPLC puudused on tingitud asjaolust, et iga pestitsiidi (või pestitsiidide rühma) regulatiivsed dokumendid reguleerivad HPLC analüüsi "unikaalset" versiooni. See toob kaasa vajaduse kromatograafi sageli ümber ehitada, mis võtab palju aega ja nõuab teatud kogemusi. Lisaks peab analüütiline labor, mis teeb paljusid erinevaid meetodeid hõlmavaid analüüse, hoidma kallite kolonnide, orgaaniliste lahustite ja pestitsiidide etalonstandardite ladu.

Maailmapraktikas HPLC abil määratud pestitsiidide hulka kuuluvad mittelenduvad ja termolabiilsed ühendid. Lisaks võimaldab HPLC määrata pestitsiide ja nende metaboliite ühiselt. Pestitsiidide HPLC-ga analüüsimisel on eriti olulised proovide ettevalmistamise meetodid.

Tuntud meetod OCP määramiseks lihas, lihatoodetes ja kalas, mis seisneb selles, et liha ja lihatooted juhitakse läbi hakklihamasina. Kala puhastatakse soomustest, siseorganitest ja lastakse ka läbi hakklihamasina. 20 g proovi segatakse veevaba naatriumsulfaadiga ja asetatakse jahvatatud korgiga kolbi. Pestitsiide ekstraheeritakse kaks korda heksaani-atsetooni või petrooleetri-atsetooni seguga vahekorras 1:1 50 ml portsjonitena 1,5 tundi loksutades. Ekstrakt filtreeritakse läbi lehtri paberfiltriga, mis on 2/3 ulatuses täidetud veevaba naatriumsulfaadiga, seejärel lahusti destilleeritakse välja, kuiv jääk lahustatakse 20 ml n-heksaanis ja lisatakse ASA silikageeli kolonni. Pärast ekstrakti imendumist sorbenti elueeritakse pestitsiid 110 ml benseeni ja heksaani seguga vahekorras 3:8 25-30 ml portsjonitena. Eluaat kogutakse ümarapõhjalisse õhukese sektsiooniga kolbi, mille maht on 250–300 ml. 10 minutit pärast viimase osa lahusti imendumist pigistatakse sorbent pirniga välja. Eluaat destilleeritakse välja mahuni 0,1 ml ja kantakse kromatograafilisele plaadile. Juhul, kui liha- või kalaproovid sisaldavad suures koguses rasva, tuleb pärast esimese ekstraktandi (atsetooni ja heksaani segu) aurustamist ja kuiva jäägi lahustamist heksaanis puhastada heksaaniekstrakt väävelhappega ja seejärel puhastada. kolonnpuhastus, nagu eespool kirjeldatud, (www. bestdravo.ru Kloororgaaniliste pestitsiidide määramise juhend vees, toidus, söödas ja tubakatoodetes õhukese kihi kromatograafia abil Kinnitatud NSVL riikliku sanitaararsti asetäitja AI Zaichenko poolt 28. jaanuaril 1980 nr 2142-80. juuli 2011 seisuga).

Selle meetodi puuduseks on selle madal tundlikkus, keerukus ja analüüsi kestus.

Tuntud on ka "Meetod tetrametüültiuraamdisulfiidi määramiseks bioloogilises materjalis" (RF patent nr 2415425, IPC G01n 33/48, 2009), mille käigus jahvatatakse bioloogiline kude, kahekordne töötlemine etüülatsetaadiga 30 minutit. koe kahekordne kaalumine, veevaba naatriumsulfaadiga filtreerimine, lahusti aurustamine, jäägi lahustamine atsetonitriilis, mis on lahjendatud veega vahekorras 1:4. Seejärel ekstraheeritakse proovi kaks korda portsjonite kloroformiga, ekstraktid ühendatakse, aurustatakse, jääk lahustatakse heksaan-dioksaan-propanool-2 (mahusuhtes 15:5:1) liikuvas faasis, puhastatakse kolonnis silikageelil L 40/100 u, kasutades liikuvat faasi, analüüti sisaldav eluaadifraktsioon ühendatakse, eluent aurustatakse, jääk lahustatakse liikuvas faasis ja määratakse HPLC-ga UV-detektoriga.

Tehniliselt olemuselt ja saavutatud efektilt kõige lähedasem pakutud meetodile (prototüübile) on "Meetod tioklopriidi määramiseks bioloogilistes objektides HPLC abil" (RF patent nr 2517075, IPC G01n 30/95, 2012). Meetod koosneb proovide võtmisest, ekstraheerimisest, filtreerimisest, veevaba naatriumsulfaadi dehüdratsioonist, aurustamisest, lahustunud kuiva jäägi viimisest vedelikkromatograafi, analüüsitulemuste töötlemisest ja 50–200 kaaluvate loomade elundite või kudede proovist. võetakse mg, ekstraheeritakse atsetooniga, lahustunud kuiv jääk viiakse vedelikkromatograafi Khromos-ZhKh301 UVV104M spektrofotomeetrilise detektoriga, Diasfer-NOS-16 (150 × 4) mm kolonni, mille sorbendi pooride suurus on 5 Kasutatakse μm, eluendina kasutatakse atsetonitriili-vee segu vahekorras 30:70.

Mõlemad kirjeldatud meetodid võimaldavad määrata bioloogilises materjalis ainult ühte pestitsiidi.

Leiutise tehniline eesmärk on pakkuda ühes proovis mitme pestitsiidi ühismääramist, suurendades meetodi tundlikkust.

Tehnilise probleemi lahendab asjaolu, et bioloogilises materjalis pestitsiidide HPLC abil määramise meetod hõlmab proovide võtmist, ekstraheerimist orgaanilise lahustiga, aurustamist, kuiva jäägi lahustamist ja kromatograafi sisestamist, analüüsitulemuste töötlemist, analüüsi tulemuste võtmist. prooviks kalamaksa proov, mis homogeniseeritakse veevaba naatriumsulfaadi ja naatriumvesiniktsitraadiga, ekstraheeritakse atsetonitriiliga, loksutatakse ja settitakse, seejärel tsentrifuugitakse 3000 p/min ja lisatakse sorbendid - silikageel C18, Bondesil-PSA ja veevaba naatriumsulfaat, misjärel tsentrifuugimist korratakse, kuiv jääk lahustatakse atsetonitriilis, seejärel analüüsitakse HPLC-ga UV-detektoriga.

Leiutise tehniline tulemus on pakkuda ühes proovis mitme pestitsiidi ühismääramist, suurendades meetodi tundlikkust.

Iseloomulike tunnuste mõjust tehnilisele tulemusele.

1. Kõige täpsema kvantitatiivse määramise tulemuseni annab kalamaksa kasutamine proovina kui organi, mis akumuleerib enim toksilisi aineid. Maks mängib olulist rolli kahjulike ainete detoksifitseerimisel ning kõrge rasvasisaldus viib sellesse lipofiilsete ainete kuhjumiseni, mille hulka kuuluvad uue põlvkonna pestitsiidid.

2. Maksaproovi homogeniseerimine veevaba naatriumsulfaadi ja naatriumvesiniktsitraadiga tagab proovi tõhusa kuivatamise liigse niiskuse eest ja konstantse pH säilitamise.

3. Atsetonitriil on väga tugev ja peaaegu universaalne ekstraktant, mis tagab kogu analüütide komplekti hea taastumise. Maksarasv, mis segab kromatograafilist määramist, on atsetonitriilis väga raskesti lahustuv, mis toob kaasa ka määratavate pestitsiidide arvu suurenemise.

4. Topelttsentrifuugimine 3000 p/min juures. võimaldab ekstrakti kõige paremini eraldada sorbentide, naatriumsulfaadi ja liigse rasva osakestest lihtsa dekanteerimisega ilma filtreerimist kasutamata, mis võimaldab suurendada meetodi tundlikkust.

5. Silikageel-C18, Bondesil-PSA ja veevaba naatriumsulfaadi kasutamine sorbentidena tagab ekstrakti kvaliteetse puhastamise lipiididest, rasvhapetest, pigmentidest ja muudest segavatest lisanditest.

6. Lõpuks on UV-detektoriga HPLC kõrge tuvastamise täpsus.

Seega tagab kirjeldatud meetodi eristavate tunnuste kogum etteantud tulemuse saavutamise, nimelt mitme erineva klassi pestitsiidi ühise määramise ühes proovis tundlikkuse suurendamise teel.

Tehnika taseme analüüsi tulemusena ei leitud analoogi, mida iseloomustaksid kõik patendinõudluses esitatava leiutise oluliste tunnustega identsed tunnused, ning prototüübi määratlemine olemasolevate analoogide põhjal võimaldas tuvastada eristavate tunnuste kogumi. mis on tehnilise tulemuse seisukohast olulised.

Seetõttu vastab väidetav leiutis patenditavuse "uudsuse" tingimusele.

Täiendavalt otsides muid pakutud meetodiga seotud lahendusi, neid eristavaid tunnuseid ei leitud.

Seega vastab väidetav leiutis patenditavuse tingimusele "leiutamisaste".

Meetod viiakse läbi järgmiselt.

Kalamaksaproov homogeniseeritakse veevaba naatriumsulfaadi ja naatriumvesiniktsitraadiga. Seejärel lisage atsetonitriil ja pärast tugevat loksutamist settige. Seejärel tsentrifuugitakse segu kiirusel 3000 p/min, atsetonitriilikiht kurnatakse ja lisatakse sorbendid (C18 silikageel, Bondesil-PSA ja veevaba naatriumsulfaat), loksutatakse ja settitakse. Pärast settimist korratakse tsentrifuugimist, atsetonitriilikiht kurnatakse ja kontsentreeritakse kuivaks temperatuuril mitte üle 50 °C. Kuiv jääk lahustatakse atsetonitriilis ja analüüsitakse HPLC-ga UV-detektoriga.

Näited meetodi rakendamisest.

Näide 1. 5 g kalamaksa (mullet-pilengas) homogeniseeriti 50 dm katseklaasis 10 g veevaba naatriumsulfaadi ja 0,6 g naatriumvesiniktsitraadiga. Seejärel lisati 8 dm3 atsetonitriili ja pärast 1-minutilist tugevat loksutamist kaitsti 30 minutit.

Seejärel tsentrifuugiti segu 5 minutit kiirusel 3000 p/min, atsetonitriilikiht kallati katseklaasi mahuga 15 dm minutit. Seejärel tsentrifuugiti segu uuesti 5 minutit kiirusel 3000 p/min, atsetonitriili kiht valati 100 ml kolbi ja kontsentreeriti vaakumkontsentraatoris temperatuuril 40 °C mahuni 1 ml.

Lahusti ja kuiv jääk lahustati 1 cm3 atsetonitriilis ja analüüsiti Applied Biosystemsi vedelikkromatograafil (USA) ultraviolettdetektoriga, mis oli varustatud degasaatori ja kolonni termostaadiga. Kolonn 4,6 × 150 mm Reprosil-PUR ODS-3,5 µm (Elsico, Venemaa); töölainepikkus - 230 nm, temperatuuri reguleerimine - +40°C; liikuv faas: atsetonitriil - 0,005 M fosforhape vahekorras 60:40 (mahu järgi) isokraatlikus režiimis; voolukiirus on 0,6 ml/min, kromatograafi sisestatava prooviekstrakti maht on 10 μl. Pestitsiidid tuvastati retentsiooniaja järgi.

Kvantitatiivne sisaldus määrati kromatograafilise piigi pindala alusel vastavalt kalibreerimiskõvera võrrandile.

Selle tulemusena leiti järgmised pestitsiidid (mg/kg): 1-imasaliil 1,1014; 2-imasapüür 0,8996; 3-imidaklopriid 0,596; 4-imasetapüür 0,6776; 5-tsüprosulfamiid 0,9136; 6-metribusiin 0,7294; 7-flumioksasiin 1,3232; 8-kisalofop-P-etüül 0,7704; 9-etofumesaat 1.2012; 10-iprodioon 1,1248; 11-dimoksüstrobiin 1,4122; 12-famoksadoon 3,925; 13-pennkuron 3,0524.

Joonisel fig. 1 on kujutatud proovis (näide 1) leitud pestitsiidide segu kromatogrammi joonisel fig. 2 on näide ühe pestitsiidi (imasapüür) kalibreerimisgraafikust. Kalibreerimisvõrrand Y = 0,377192X.,

Näide 2. Sarnaselt näitele 1 viidi analüüs läbi ilma maksaproovi eelneva homogeniseerimiseta. Selle tulemusena leiti umbes 50% vähem pestitsiide kui näites 1, mis on seletatav homogeniseerimise vajadusega ekstraheerimisastme suurendamiseks.

Näide 3 Sarnaselt näitele 1 jäeti uuesti tsentrifuugimine ära.

Selle tulemusena oli proov saastunud ja pestitsiidide saagis vähenes. Kuna pärast esimest tsentrifuugimist viidi proovi sisse sorbendid, siis tekkis suspensioon, mis tuli korduva tsentrifuugimisega eemaldada.

Näide 4. Sarnaselt näitega 1 välistati silikageeli C18 sorbendi kasutamine. Selle tulemusel tuvastatud ainete hulk veidi vähenes, kuid ilmnesid esemed.

Seega näitavad katsed, et näide 1 on optimaalne, kirjeldatud toimingute jada maksaprooviga, kasutades östrogeenina eelnimetatud atsetonitriili ja sorbentide komplekti, võimaldab tuvastada suurima koguse pestitsiide.

Väljapakutud meetod võrreldes prototüübiga on lihtsam, ökonoomsem ja tõhusam, kuna võimaldab määrata ühes proovis ühe asemel 10–13 pestitsiidi.

Meetodit saab Rospotrebnadzoris kasutada bioloogiliste objektide, keskkonnaorganisatsioonide pestitsiididega saastumise jälgimiseks ning teadus- ja arendustegevuses.

Meetod pestitsiidide määramiseks bioloogilises materjalis HPLC abil, mis hõlmab proovide võtmist, ekstraheerimist orgaanilise lahustiga, aurustamist, kuiva jäägi lahustamist ja selle viimist kromatograafi, analüüsitulemuste töötlemist, mida iseloomustab see, et kalamaksa proov võetakse proov homogeniseeritakse veevaba naatriumsulfaadi ja naatriumvesiniktsitraadiga, seejärel ekstraheeritakse atsetonitriiliga, loksutatakse ja settitakse, seejärel tsentrifuugitakse kiirusel 3000 p/min ja lisatakse sorbendid - silikageel C-18, Bondesil-PSA ja veevaba naatriumsulfaat, misjärel tsentrifuugitakse Kuiv jääk lahustatakse atsetonitriilis ja analüüsitakse HPLC-ga UV-detektoriga.

Sarnased patendid:

Leiutis käsitleb analüütilist keemiat ja meetodit seleeni määramiseks vees. Meetodi olemus seisneb selles, et analüüsitavale lahusele lisatakse 0,4 ml 3% leeliselise naatriumboorhüdriidi redutseeriva aine lahust, suletakse korgiga, loksutatakse ja jäetakse 5 minutiks seleeni redutseerimiseks vesinikseleniidiks.

Leiutis käsitleb materjalide ja toodete tugevuse mittepurustava katsetamise valdkonda ning on mõeldud haprate tensomõõturite pragunemise protsessi kontrollimiseks, kui konstruktsiooni uuritavates piirkondades muutub pingetase.

Leiutis käsitleb biokeemia valdkonda ja käsitleb meetodit analüütilise testimissüsteemi (MRM-test) saamiseks bioloogilises proovis huvipakkuvate valkude sisalduse mitmekordseks tuvastamiseks ja kvantitatiivseks mõõtmiseks nende vastavate proteotüüpsete markerpeptiidide sisalduse järgi. sealhulgas valgu jaoks ainulaadsete proteotüüpsete markerpeptiidjärjestuste tuvastamine; vähemalt kahe valgu marker-proteotüüpse peptiidjärjestuse valik; peptiidi fragmendi ennustamine; MRM-testi prognoosimine markerpeptiidide, nende fragmentide ja parimate tuvastamisparameetrite loeteluna; markerpeptiidide süntees; sünteetiliste markerpeptiidide üleminekuprofiili määramine; MRM testi optimeerimine vastavalt saadud profiilidele; peptiidide puhastamine; bioloogilise proovi valmistamine; valgu tuvastamine bioloogilises proovis sünteetiliste peptiidide süstimisega; markerpeptiidide retentsiooniaja väärtuste määramine kindlaksmääratud väärtuste sisestamisega MRM-testidesse; multiplekssete kalibreerimismõõtmiste läbiviimine; markerpeptiidide sisalduse kvantitatiivne mõõtmine bioloogilises proovis; ja otsus huvipakkuvate valkude sisalduse kohta bioloogilises proovis.

Leiutis käsitleb analüütilist keemiat ja täpsemalt meetodit arseeni ja antimoni mikrolisandite määramiseks ravimtaimedes. Meetod seisneb arseeni ja antimoni ühendite muundamises vastavateks hüdriidideks redutseerimisel seguga, mis sisaldab 40% kaaliumjodiidi lahust, 10% askorbiinhappe lahust, 4 M vesinikkloriidhappe lahust ja tsinkmetalli.

AINE: leiutiste rühm on seotud ökoloogia ja õhutehniliste seadmete valdkonnaga ning on mõeldud õhukvaliteedi mõõtmiseks. Õhukvaliteedi mõõtmiseks võetakse õhuproove esimese proovivõtusagedusega, et saada esimese anduri abil palju õhukvaliteedi proove.

Leiutis käsitleb kohtumeditsiini, nimelt laskevigastuste tekitamiseks sileraudsete relvade kasutamise määratlust. Kavandatav meetod hõlmab osakeste eraldamist barjääril, visuaalset uurimist, eraldatud osakeste asetamist klaasklaasile 2-3 tilga destilleeritud vees, parafiini sulamistemperatuurini kuumutamisel tekib veepinnale läbipaistev õhuke kile, ja jahtudes omandavad moodustunud tükid oma algsed füüsikalised ja mehaanilised omadused.parafiini omadused, mis viitab sileraudsete relvade kasutamisele laskevigastuste tekitamisel.

Leiutis käsitleb fundamentaalfüüsika valdkonda ja seda saab kasutada ülivedelike kvantvedelike termofüüsikaliste omaduste uurimisel. Plaatina-plaatina-roodium termopaarid 1 ja 2 on sukeldatud puhta booranhüdriidi 5 sulamisse.

Leiutis käsitleb okeanoloogia valdkonda, eelkõige seismoloogiat ja hüdrobioloogiat, ning seda saab kasutada maavärinaid põhjustava merealade geofüüsikalise aktiivsuse suurenemise kiireks hindamiseks.

Leiutis käsitleb ökoloogia valdkonda, nimelt asustatud piirkondade atmosfääriõhu kvaliteedi hindamist epifüütse samblikufloora seisundi järgi. Selleks arvutatakse õhusaasteindeks (API) vastavalt samblike elujõulisusele 89% piires, võrreldes seda arvestuskohal määratud kompleksnäitajaga ja samblikufloora tolerantsi koefitsiendiga õhusaasteindeksi suhtes, mis arvutatakse valemiga API = (0,89- G / 89) / 0,298, kus 0,89 on samblikufloora maksimaalne suhteline elujõud puhtas õhus; G% - samblike taimestiku elujõulisuse kompleksindikaator samblike näidustuse kohas; 89% - samblikufloora elujõu teoreetiliselt võimalik maksimaalne väärtus puhtas õhus, väljendatuna protsentides; 0,298 - samblike taimestiku tolerantsi koefitsient API suhtes. API väärtus on umbes 1 ja igat tüüpi samblike esinemine viitab soodsale ökoloogilisele olukorrale ja õhukvaliteedile; hinnates 5-6 ühiku piires, on hinnanguliselt suurenenud reostus; hinne 7-13 iseloomustab suurt saastatust; skoor üle 14 iseloomustab väga suurt saastatust. MÕJU: leiutis võimaldab teha keskkonnamõju hindamise ja tuletada aasta keskmise õhusaaste näitaja. 1 tab., 1 pr.

Leiutis käsitleb ökotoksikoloogiat, nimelt kahepoolmeliste karploomade oksüdatiivse stressi tekke uurimist, ning seda saab kasutada tehnogeense keskkonnareostuse mõju tuvastamiseks jõe- ja merekarploomade populatsioonide seisundile. Selleks homogeniseeritakse saastunud veekogudest pärit kahepoolmeliste molluskite hepatopankrease proovid 10-kordses mahus 50 mm Tris puhvris pH 7,8, mis sisaldab 2 mm etüleendiamiintetraatsetaati. Seejärel analüüsige maloondialdehüüdi (MDA) ja 4-hüdroksüalkeenide sisaldust lipiidide peroksüdatsiooni taseme määramiseks. Molluskite seisundit hinnatakse hepatopankrease lipiidide oksüdatiivse kahjustuse taseme määramise tulemuste põhjal võrreldes tinglikult puhastest veekogudest võetud kontrollproovidega. MÕJU: leiutis võimaldab tuvastada rakkude metaboolse tasakaalu häireid joobeseisundi erinevates staadiumides, mis on põhjustatud saasteainete toimest veekeskkonnas. 3 ill., 3 pr.

Leiutis käsitleb erinevate kõrreliste ja rohttaimede liigikomplekside kvaliteedi mõõtmist proovidel, peamiselt lamminiitudel ning seda saab kasutada murukattega alade ökoloogilises seires. Leiutis käsitleb ka niidutaimestikuga väikejõgede maastikke ja seda saab kasutada heintaimede liigilise mitmekesisuse hindamisel üksikute taimeliikide olemasolu järgi. AINE: meetod hõlmab väikesel jõel või selle harujõel visuaalselt kaardil või olemuslikult rohukattega lamminiidu lõigu valimist, märgistades sellele lõigule väikese jõe või selle lisajõe kulgemise iseloomulikes kohtades vähemalt kolm hüdromeetrilised lõigud ristisuunas. Proovikohad on tähistatud piki iga hüdromeetrilist ala väikese jõe või selle lisajõe mõlemal küljel. Tuvastab rohuproovide indikaatorite mustrid. Luhaniidul esinevate rohttaimeliikide mitmekesisuse arvutamiseks tehakse kindlaks keeruliste katsealade tulevaste keskuste punktid. Keerukate proovitükkide igasse keskele lüüakse pulgad ja kontsentriliselt asetatakse erineva küljesuurusega ruudukujulised raamid. Ruudukujulised raamid on seatud külgede orientatsiooniga piki ja risti väikese jõe või selle lisajõe kanalit. Seejärel loendatakse igas ruudukastis rohuliikide arv ja registreeritakse tabelites iga proovitüki suuruse kohta. Pärast seda arvutatakse iga tabeli kohta muruliikide ja proovitükkide summad. Nendest kogustest arvutatakse suhtarvud heintaimede kogusummasse ja kõigi komplekskatsetükkide kogusummasse. Seejärel näitab statistiline modelleerimine järjestuse jaotusi kahe näitaja järgi: iga heintaimede suhteline esinemine kõikidel proovitükkidel ja rohuliikide mitmekesisus antud proovitüki igal proovitükil, mille järel määratakse rohu arvu korrelatiivse variatsiooni koefitsient. liigid arvutatakse ja rohttaimede liigilise koosseisu hindamine toimub vastavalt taimeliikide suhtelise esinemissageduse jaotusele. Meetod tagab roht- ja rohttaimede liikide esinemise arvestuse täpsuse kõigil katselappidel, vähendades samal ajal nende liigilise koosseisu analüüsimise keerukust, lihtsustades liigilise koosseisu analüüsimist ainult liikide arvu järgi. katselappidel, suurendades rohuproovide võrdlemise võimalust kahe näitaja võrra: iga liigi suhteline esinemine kõikides proovitükkides ja rohuliikide mitmekesisus (suhteline esinemine) igas proovitükis antud alal ning ilma rohuproove lõikamata. proovitükid. 7 w.p. f-ly, 6 ill., 11 tab., 1 pr.

Leiutis käsitleb analüütilist keemiat ja seda saab kasutada dioktüülftalaadi määramiseks tasakaalustatud gaasifaasis PVC-plastisoolist valmistatud toodete kohal. Selleks kasutatakse meetodit dioktüülftalaadi identifitseerimiseks ja poolkvantitatiivseks määramiseks PVC plastisoolist vabanenud ühendite segus. Dioktüülftalaadi määramiseks kasutatakse 10 MHz loomuliku võnkesagedusega 2 piesokvartsresonaatori massiiviga sagedusmõõturit, mille elektroode modifitseeritakse, kandes neile kilemassiga mitmekihiliste süsiniknanotorude (MWNT) üksikuid lahuseid. 3-5 μg ja polüfenüüleeter (PFE) massiga 15-20 mcg. Modifitseeritud piesoelektrilised resonaatorid asetatakse suletud tuvastuskambrisse ja hoitakse 5 minutit, et luua stabiilne nullsignaal. Seejärel asetatakse proovivõtturisse 1,00 g pehme PVC-plastisooltoote proov, suletakse tihedalt korgiga ja hoitakse temperatuuril 20±1 °C 15 minutit, et gaasifaas küllastuda dioktüülftalaadi auruga. 5 cm3 tasakaalulist gaasifaasi tõmmatakse süstlaga välja ja süstitakse suletud detekteerimiskambrisse ning registreeritakse 120 sekundi jooksul piesosensorite võnkesageduse muutus. Andurite vastused salvestatakse automaatselt iga sekundi järel, misjärel regenereeritakse süsteem 2 minutit kuivatatud õhuga. Seejärel kuumutatakse proovivõtjas olevat proovi ahjus 10 minutiks 30 ± 1°C, võetakse süstlaga 5 cm3 tasakaalugaasifaasi ja süstitakse uuesti suletud detekteerimiskambrisse, võnkesageduse muutus piesosensorid 20 ja 30 °C juures registreeritakse 120 sekundit. Anduri signaalide põhjal arvutatakse automaatselt iga anduri kõveraalused pindalad: S(MWNT), S(PFE), Hz·s ning arvutatakse pindala suhe vastavalt temperatuuril 20°C ja 30°C – a parameeter. Näidatud parameetrite järgi tehakse järeldused dioktüülftalaadi esinemise kohta proovides: kui A30 / 20> 20, siis on PVC-plastisooltoodete proovides dioktüülftalaati, mille kontsentratsioon on suurem kui lubatud migratsioonikogus ( DKM, mg / dm3), kui A30 / 20 ≤ 1, siis on dioktüülftalaadi sisaldus lubatud migratsioonikoguse tasemel ja selle sisaldus on väiksem kui teiste proovis leiduvate lenduvate ühendite sisaldus. MÕJU: leiutis pakub PVC plastisoolist vabaneva dioktüülftalaadi tuvastamist ja poolkvantitatiivset määramist. 1 ave.

Leiutis käsitleb õhutöötluse valdkonda. Meetod õhukäitlusseadme õhuanduri kalibreerimiseks sisaldab järgmisi etappe: i) õhu puhastamine õhukäitlusseadme abil; ii) - mõõtke õhuanduri abil esimene õhuhulk, et saada õhuanduri kalibreerimiseks esimene väärtus ja esimene õhukogus on välisõhu ja puhastatud õhu segu ning õhukäitlusseade asub õhutihe ruum ja samm 2 sisaldab lisaks samme, mille käigus: tehakse kindlaks, kas esimese õhuhulga kvaliteet õhukindlas ruumis vastab etteantud kriteeriumile; ja kui esimese õhukoguse kvaliteet vastab etteantud kriteeriumile, mõõdetakse esimene õhukogus õhuanduri abil, et saada esimene väärtus. See parandab mõõtmise täpsust ja selle tulemusena optimeerib ventilatsiooniseadme tööd. 2 n. ja 9 z.p. f-ly, 3 ill.

Leiutis käsitleb analüütilise keemia valdkonda amiinide määramiseks veevabas keskkonnas. Selleks lahustatakse analüüsitud amiine sisaldav proov atsetonitriilis, lisades 0,01 kuni 1 mol/l inertset soola, elektrood kastetakse sellele eelnevalt sadestatud kattega paksusega 10 nm kuni 10 μm, mis koosneb siirdemetallide polümeeride kompleksid Schiffi alustega ja salvestatakse voltammogramm potentsiaalivahemikus, sealhulgas potentsiaalid vahemikus -0,2 kuni 1,2 V, pühkimiskiirusega vahemikus 5-1000 mV / s, mida võrreldakse võrdlusväärtusega Nende põhjal tuvastatakse analüüsitud proovis kronoamperomeetrilise meetodiga kalibreerimiskõverate abil teadaolevate amiinide ja võrdlusprooviga sarnaste amiinide voltammogrammid. Inertse soolana kasutatakse tetraetüülammooniumtetrafluoroboraati või ammooniumtetrafluoroboraati. Leiutist saab kasutada keemia-, farmakoloogia-, meditsiini- ja toiduainetööstuses amiinide kvalitatiivseks ja kvantitatiivseks analüüsiks. 2 w.p. f-ly, 9 ill., 4 pr.

Leiutis käsitleb meetodeid nii looduslikes mineraalides kui ka erinevates keemilistes reaktsioonides temperatuuri ja rõhu mõjul saadud ühendite koostise ja koguse määramiseks. Lantaanmanganiidi kontsentratsiooni määramise meetod La(1-x)SrxMnO3 süsteemi sünteesitud pulbri segus, mis saadakse La2O3, MnCO3 ja SrCO3 pulbrina esinevate algkomponentide segamisel ja nende järgneval sünteesil, hõlmab määramist. lantaanmanganiidi pulbri peegelduskoefitsient spektri nähtavas piirkonnas lainepikkusel 546 nm. Lantaanmanganiidi kontsentratsiooni väärtus, mis vastab teatud peegelduskoefitsiendi väärtusele spektri nähtavas piirkonnas lainepikkusel 546 nm, määratakse kalibreerimissõltuvusega, mis on eelnevalt konstrueeritud La erinevate sünteesitud lantaanmanganiidi pulbrite jaoks. (1-x)SrxMnO3 süsteem vastavalt röntgenifaasi analüüsile, mis määrab lantaanmanganiidi kontsentratsiooni ja peegeldusvõime väärtused spektri nähtavas piirkonnas lainepikkusel 546 nm. Tehniliseks tulemuseks on lantaanmanganiidi kontsentratsiooni määramine erinevates tingimustes saadud pulbrite jaoks. 4 ill., 1 tab., 7 pr.

Leiutis käsitleb meditsiini, nimelt onkoloogiat ja seda saab kasutada emakakeha mõõdukalt diferentseerunud endometrioidkartsinoomi kulgemise ennustamiseks T1N0M0. Meetod sisaldab järgmist. Kui primaarse kasvaja suurus on 1 cm, määratakse Ki-67, topoisomeraas 2 alfa ekspresseerivad emaka kasvajarakud, arvutatakse topoisomeraas 2 alfa/Ki-67 suhe ja kui suhe on väiksem või võrdne 0,8, on soodne tulemus. prognoositud ilma adjuvantravita. Kui koefitsiendi väärtus on suurem kui 0,8, ennustatakse haiguse ebasoodsat kulgu ja soovitatakse adjuvantravi. Leiutise kasutamine parandab mõõdukalt diferentseerunud emaka endometrioidkartsinoomide kulgemise prognoosimise täpsust ja informatiivsust. 1 tab., 2 pr.

Leiutis käsitleb ravimeid, nimelt 5. positsioonis asendamata imidasooli derivaatide, nimelt histidiinvesinikkloriidi, histamiindivesinikkloriidi, klotrimasooli, tiamasooli, osagreeli, bifonasooli kvantitatiivset määramist ravimainetes. Uuritavate lahuste valmistamiseks asetatakse 25 ml kolbi täpne maht 4% histidiinvesinikkloriidi (1 ml) lahust 10 ml puhastatud vees, segatakse ja viiakse sama lahustiga märgini; 50 ml mahutisse pannakse täpselt mõõdetud maht 0,1% histamiindivesinikkloriidi (1 ml) või klotrimasooli (umbes 0,1 g), tiamasooli (umbes 0,005 g), osagreeli (umbes 0,01 g), bifonasooli (umbes 0,005 g) täpsed kaalud. kolvid lahustatakse metanoolis toatemperatuuril kuni täieliku lahustumiseni ja seejärel viiakse kolbide mahud sama lahustiga märgini. Seejärel täpselt 1,0, 2,0, 3,0, 4,0, 5,0 ml histidiinvesinikkloriidi ja klotrimasooli valmistatud lahust, 5,0, 5,5, 6,0, 6,5, 7,0 ml histamiindivesinikkloriidi lahust, 2,0, 2,5, 3,0,0,40,40 ml tiadiini, . lahus, 1,0, 1,5, 2,0, 2,5, 3,0 ml ozagreeli lahust ja 4,0, 5,0, 6,0, 7,0, 8,0 ml bifonasooli lahust. Igasse kolbi lisatakse 5,5 ml diasotiseeritud p-anisidiini lahust vesinikkloriidhappes ja lahjendatakse metanooliga märgini, ilmub värvumine. 2-3 minuti pärast saadud erkpunased lahused püsivad 2 tundi. Proovid on fotoelektrokolorimeetrilised lainepikkusel 490 nm ja 10 mm paksuses küvetis. Määratud ravimite arv arvutatakse kalibreerimisgraafikute abil. Võrdluslahusena kasutatakse diasotiseeritud p-anisidiini lahust vesinikkloriidhappes. Leiutis pakub lihtsa, kiire ja reprodutseeritava meetodi imidasooli derivaatide kvantitatiivseks määramiseks. 7 ill., 1 pr.

Leiutis käsitleb loomakasvatust ja eriti meetodit noorveiste tervisliku seisundi hindamiseks. Meetod hõlmab loomakarvade kasutamist diagnostilise bioloogilise keskkonnana, 25 keemilise elemendi villaproovide uurimist ja villa elemendiseisundi uuringu tulemuste hindamist sentiili skaalal. Väärtustega vahemikus 10 kuni 24,9 sentiili ja 75,01 kuni 90 sentiili sentiili skaalal hinnatakse looma seisundit normaalseks. Leiutise kasutamine paljastab loomade tervisehäirete varajased ja varjatud vormid. 3 vahekaarti.

Sissejuhatus

1. peatükk. Olemasolevad meetodid pestitsiidide sisalduse määramiseks analüüsitavates objektides (kirjanduse ülevaade)

1.1. Proovi ettevalmistamine tahkefaasilise ekstraheerimisega 6

1.2. Pestitsiidide kvalitatiivse iseloomustamise meetodid 16

1.3. Pestitsiidide kvantitatiivne analüüs 20

Peatükk 2. Tehnika ja katsetingimused

2.1. Pestitsiidide jaotuskoefitsientide määramine heksaani/atsetonitriili süsteemis, kasutades gaas-vedelik ja pöördfaasi kõrgfektiivset vedelikkromatograafiat 24

2.2. Pestitsiidide ekstraheerimisastme määramine mudelvesilahustest tahkefaasilise ekstraheerimise abil 30

2.3. Pestitsiidide lineaar-logaritmiliste retentsiooniindeksite ja suhtelise optilise tiheduse määramine pöördfaasi kõrgefektiivses vedelikkromatograafias 32

2.4. Taimsete objektide pestitsiidide sisalduse kvantitatiivne hindamine välisstandardi ja standardse lisandi meetoditega 34

2.5. Pestitsiidide sisalduse määramine reaalsetes taimsetes objektides.39

Peatükk 3. Pestitsiidide ekstraheerimise astme hindamine mudelvesilahustest tahkefaasilise ekstraheerimise tingimustes nende jaotuskoefitsientide alusel heksaani/atsetonitriili süsteemis ja hüdrofoobsuse parameetrite alusel

3.1. Pöördfaasi kõrgefektiivse vedelikkromatograafia kasutamise tunnused pestitsiidide jaotuskoefitsientide määramisel heksaani/atsetonitriili süsteemis 42

3.2. Potentsiaalsete fosfaatorgaaniliste pestitsiidide hüdrofoobsuse parameetrite hindamine nende retentsiooniindeksite järgi pöördfaasi kõrgfektiivses vedelikkromatograafias 48

3.3. Tahkefaasilise ekstraheerimise käigus vesilahustest pestitsiidide ekstraheerimise astme ja nende koefitsientide vahelise seose hindamine oktanooli/vee ja heksaani/atsetonitriili süsteemides 59

Peatükk 4. Taimsete objektide pestitsiidide identifitseerimise ja kvantifitseerimise tulemuste tõlgendamine

4.1. Optimaalsete analüütiliste parameetrite valik pestitsiidide kromatograafiliseks iseloomustamiseks 63

4.2. Taimsete objektide pestitsiidide sisalduse hindamise välisstandardi ja standardlisandi meetodite võrdlus 71

Viited 92

Taotlused 105

Töö tutvustus

Keemiliste taimekaitsevahendite laialdane kasutamine seab põllumajandustoodetes ja keskkonnaobjektides leiduvate pestitsiidide analüüsi mitmete keskkonnaanalüütilise kontrolli prioriteetsete ülesannete hulka. Seoses sellega, nagu ka Rostekhregulirovanie kehtestatud uute nõuetega kontrollimeetoditele, on vaja täiustada vanu ja välja töötada uusi pestitsiidide mikrokoguste määramise meetodeid [kasutades gaasi-vedelikku (GLC) ja suure jõudlusega vedelikku (HPLC) - kromatograafia], mis ühendaks määramisprotseduuri lihtsuse ja saadud tulemuste maksimaalse usaldusväärsuse. Uued lähenemisviisid ökotoksiliste ainete jälgede määramiseks võivad aidata seda probleemi edukalt lahendada.

Pestitsiidide analüüsi olulisemad etapid on: proovide ettevalmistamine ja andmete lõplik tõlgendamine, sealhulgas analüüsitavate ühendite nii kvalitatiivne kui kvantitatiivne iseloomustamine. Proovi ettevalmistamine analüüsiks koosneb tavaliselt ekstraheerimisest, uuesti ekstraheerimisest ja kolonni puhastamisest. Tahkefaasiline ekstraheerimine (SPE) on selle rakendamise alternatiivne lähenemisviis. See ühendab mitmed ülaltoodud protseduurid üheks, mis säästab aega ja reaktiive. SPE protsessi optimeerimiseks on siiski vaja teavet sihtainete kohta, eelkõige nende jaotuskoefitsientide kohta heterofaasilistes lahustisüsteemides 1-oktanool/vesi (log P) ja heksaan/atsetonitriil (Kp). Pestitsiidide viitekirjanduses on koos muude füüsikalis-keemiliste omadustega esitatud pestitsiidide log P väärtused. Sellegipoolest on nende määramise probleem endiselt aktuaalne, kuna kindlaksmääramise käigus tekivad raskused. Peamine on

mõlema lahusti aeglaselt eralduvate emulsioonide moodustumine üksteises. See kajastub pestitsiidide log P väärtuste madalas laboritevahelises reprodutseeritavuses. Seetõttu on oluline süstemaatiliselt iseloomustada erinevate keemiliste rühmade pestitsiide, eelkõige nende jaotuskoefitsientide järgi süsteemides oktanool/vesi ja heksaan/atsetonitriil, aga ka retentsiooniindeksite järgi pöördfaasi kõrgfektiivses vedelikkromatograafias [RI (HPLC)]. Viimast saab kasutada mitte ainult analüüsitavate ühendite tuvastamiseks, vaid ka nende hüdrofoobsuse parameetrite hindamiseks. Sellise pestitsiidide füüsikalis-keemiliste omaduste andmebaasi ja iseloomustatud ühendite valiku laiendamine aitab ühelt poolt läbi viia proovi täielikku ettevalmistamist ja teiselt poolt neid tuvastada. Üheselt mõistetava ja usaldusväärse kvalitatiivse karakteristiku jaoks ei piisa aga ühest olemasolevatest parameetritest. Vaja on hinnata pestitsiidide analüütiliste parameetrite erinevate kombinatsioonide teabesisu, mis võimaldab nende tuvastamise probleemi maksimaalse usaldusväärsusega lahendada.

Analüüsi viimane etapp pärast proovi ettevalmistamist ja analüüsitud ühendite kvalitatiivset iseloomustamist on nende sisalduse kvantitatiivne hindamine uuritud proovides. Olemasolevaid pestitsiidide kvantitatiivse kromatograafilise analüüsi meetodeid (absoluutne kalibreerimine, sisestandardi meetod) ei saa nimetada optimaalseteks. Absoluutse kalibreerimise meetod proovi ettevalmistamisel süstemaatiliste vigade esinemisel (reeglina huvipakkuvate ainete kadude tõttu erinevates etappides) ilma parandustegureid kasutamata põhjustab alahinnatud tulemusi ja sisestandardi meetodi kasutamist. piirdub vajaliku standardühendi otsimisega ja esialgse lisatöömahuka protseduuriga spetsiaalse proovi ettevalmistamiseks määratluse läbiviimiseks.

6 Seega oli käesoleva töö eesmärgiks täiustada olemasolevaid ja välja töötada uusi meetodeid taimeobjektidel pestitsiidide määramiseks. Selle probleemi lahendamiseks on vaja optimeerida pestitsiidide analüüsi iga peamist etappi. Kavandatav optimeerimine hõlmab: SPE kasutamist proovi ettevalmistamise etapis ja andmete lõpliku tõlgendamise ajal, pestitsiidide kromatograafiliseks identifitseerimiseks kõige optimaalsema analüütiliste parameetrite kombinatsiooni valimist, samuti seadmete valikut ja kasutamist. meetod nende kvantitatiivseks hindamiseks, mis võimaldab minimeerida määramiste süstemaatilisi vigu.

Pestitsiidide kvalitatiivse iseloomustamise meetodid

Pestitsiidide (nagu ka muude orgaaniliste ainete) identifitseerimine kromatograafilise analüüsi (GLC ja HPLC) käigus toimub sageli erinevate faaside retentsiooniparameetrite [absoluutsed ja suhtelised retentsiooniajad, retentsiooniindeksid (lineaarne, logaritmiline, lineaarlogaritmiline)] abil. polaarsusega (GLC) või erinevates elueerimisrežiimides (HPLC). Pestitsiidide kvalitatiivne analüüs absoluutaegade järgi toimub rangelt kindlaksmääratud tingimustes, samal seadmel, kasutades selleks vajalikke standard- (referents)ühendeid. Analüüsi spetsiifilistest tingimustest sõltuvad vähem suhtelised retentsiooniajad (peetumisajad mis tahes standardaine suhtes). Neil on oluliselt parem reprodutseeritavus isotermilistes eraldustingimustes (GLC) ja isokraatilistes elueerimistingimustes (HPLC). Neid saab kasutada erinevatel statsionaarsetel režiimidel, erinevatel instrumentidel ja erinevates laborites saadud andmete võrdlemiseks. Statsionaarsete faaside (GLC) olemus, kolonnide tüüp ja eluendi koostis (HPLC) peavad siiski jääma fikseerituks. Standardse ühendusena on soovitatav valida määratletavaga samast klassist ühendus. Kui aga retentsiooniparameetrid (retentsiooniindeksid (RI)) määratakse kahe standardi suhtes, millest ühel on soovitud ühendil lühem ja teisel pikem retentsiooniaeg, iseloomustab neid veelgi suurem laboritevaheline reprodutseeritavus kui suhtelised retentsiooniajad. Säilitusindekseid saab esitada lineaarsel, logaritmilisel ja lineaarlogaritmilisel kujul. Logaritmilisel kujul olevaid retentsiooniindekseid kasutatakse isotermilises režiimis (GLC) või isokraatlikus elueerimisrežiimis (HPLC). Komplekssete segude analüüsimisel programmeeritud kolonni temperatuurimuutuse (GLC) tingimustes kasutatakse lineaarseid retentsiooniindekseid. Kuid nagu on näidatud retentsiooniparameetrite parimal kujul nendes tingimustes, on lineaar-logaritmilised retentsiooniindeksid. Nende eeliseks on kõrge reprodutseeritavus nii lineaarse temperatuuri programmeerimisel ja isotermilisel režiimil (GLC) kui ka mobiilse faasi erinevates elueerimisrežiimides (isokraatne, gradient) HPLC-s. Retentsiooniindeksid on leidnud kasutust mitte ainult pestitsiidide, vaid ka muude orgaaniliste saasteainete analüüsimisel. Kuid kromatograafiliste retentsiooniparameetrite kasutamine on seotud mitmetähenduslike hinnangutega. Selle põhjuseks on reaalne võimalus, et need langevad kokku proovis tavaliselt esinevate kaasekstraktiivsete ainete retentsiooniparameetritega (kaasekstraktiivsed ained on maatriksist koos analüüdiga ekstraheeritud ühendid).

Teine viis ainete tuvastamiseks põhineb selektiivdetektorite kasutamisel. Pestitsiidide gaasikromatograafiline analüüs viiakse läbi kolme selektiivdetektori abil - lämmastikku, fosforit, väävlit sisaldavate ühendite analüüsimisel kasutatakse termoioonide ja leekfotomeetrilisi detektoreid ning halogeeni sisaldavate ühendite analüüsimisel elektronide püüdmise detektorit. ained. Alternatiivsete detektorite kasutamine on piiratud selle poolest, et kuigi mõned neist on registreeritud nõutava tundlikkusega. Pestitsiidide analüüs pöördfaasi HPLC tingimustes toimub praktiliselt ühe selektiivse ultraviolettkiirguse (UV) detektoriga, mille selektiivsust kontrollitakse fikseeritud lainepikkuste valikuga. Dioodimassiivide kasutamine võimaldab registreerida neeldumist mitmel lainepikkusel, tagades seeläbi pestitsiidide kvalitatiivse iseloomustamise suurema tõenäosuse.

Üks usaldusväärsemaid viise ökotoksiliste ainete tuvastamiseks on hübriidmeetodid, mis põhinevad analüüsitavate ainete kromatograafilisel eraldamisel ja sellele järgneval identifitseerimisel spektraalsete (massi-, infrapuna-, aatomiemissiooni) detektorite abil. Sel juhul registreeritakse lisaks määratavate retentsiooniparameetritega kromatogrammidele ka ühendite vastavad (massi-, infrapuna-, aatomiemissiooni) spektrid. Siiski, nagu on märgitud, "ükski teadaolevatest analüüsimeetoditest ei taga ühegi ühendi usaldusväärset tuvastamist." Sellele tuleb lisada, et hübriidmeetodite kasutamist piirab kallis riistvara.Iga pestitsiidide kvalitatiivseks iseloomustamiseks kasutatava meetodi eelised ja piirangud on toodud tabelis 1.2.

Pestitsiidide lineaar-logaritmiliste retentsiooniindeksite ja suhtelise optilise tiheduse määramine pöördfaasi kõrgfektiivses vedelikkromatograafias

Kasutasime pestitsiide, mille loetelu on toodud tabelis 2.1., aga ka ühendeid (1-23) üldstruktuurivalemiga RRP(=X)SR (tabel 2.2.), mis on sünteesitud Organoelementide Ühendite Instituudis (Moskva). ), füüsikalised ja keemilised omadused, mida iseloomustavad . Ühendite eraldamine pöördfaasi HPLC abil viidi läbi Watersi vedelikkromatograafil Nova-Pac Qg kolonniga (3,9 x 150 mm) ja UV-detektoriga lainepikkustel 220 ja 254 nm. Liikuva faasina kasutati atsetonitriili ja vee segu, eluendi voolukiirus oli 1 ml/min. Analüüs viidi läbi gradientelueerimisrežiimis CH3CN algkontsentratsiooniga 10% ja selle muutumise kiirusega 1,5% minutis. Süsteemi surnud aeg määrati kaaliumbromiidi lahuse (220 nm) doseerimisega. Säilitusajad registreeriti tarkvara Millennium abil. RI väärtuste määramiseks viidi proovidesse võrdlus-n-alküülfenüülketoonide PhCOCnH2n+i (n = 1–3,5) segu. Lineaar-logaritmilised retentsiooniindeksid [RI(HPLC)] arvutati juhendis esitatud programmi (QBasic) abil. Nende ühendite RI väärtuste (HPLC) arvutamiseks, mille retentsiooniajad on lühemad kui esimesel võrdluskomponendil (atsetofenoonil), kasutage punktis kirjeldatud retentsiooniaja ekstrapolatsiooni algoritmi. Suhteliste optiliste tiheduste Aotn.= A(254)/A(220) määramiseks registreeriti kromatogrammid paralleelselt kahel kindlaksmääratud lainepikkusel, millele järgnes piigi pindala suhte Aotn.= S(254)/S(220) arvutamine. Lineaarse regressioonivõrrandi parameetrite arvutamine kujul: log Р = al +b, kus / - ainete retentsiooniindeksid pöördfaasilises HPLC-s, a, b - võrrandi koefitsiendid; viidi läbi tarkvara Origin for Windows abil.

Log P väärtuste hinnangud vastavalt aditiivsetele skeemidele (molekulaarsete fragmentide log P juurdekasvu alusel) viidi läbi tarkvara ACD ja CS ChemDraw Ultra abil. Taimsete objektide [kurgid (külmutatud), õled, kõrred, teravili] pestitsiidide sisalduse kvantitatiivse hindamise iseärasusi iseloomustati kolme ühendi näitel: dimetoaat, pirimikarb ja malatioon. Pestitsiidide standardlahused atsetoonis (keemiliselt puhtad) kontsentratsiooniga 0,1 mg/ml (ja dimetoaadi puhul 0,01 mg/ml) valmistati esialgsete põhilahuste lahjendamisel kontsentratsiooniga 1 mg/ml ja kanti peale võimalikult ühtlaselt ( 1-2 ,5 ml) töötlemata (kontroll) taimeproovidesse, millele järgneb loksutamine ja segamine 5 minutit. Avastatavate pestitsiidide puudumist kontrollproovides kinnitati katseliselt, kasutades Proovi ettevalmistamine edasiseks kromatograafiliseks analüüsiks viidi läbi kahel viisil: LE-ga (kurgid, õled, kõrvad, tera) ja SPE-ga (kurgid) Proovi ettevalmistamine vedelekstraktsiooni abil. Dimetoaati ja malatiooni sisaldavate proovide ettevalmistamine viidi läbi vastavalt fosfororgaaniliste pestitsiidide rühmamääramise meetodile. See hõlmas pestitsiidide ekstraheerimist kurgiproovidest 50% atsetooni vesilahusega (ekstraheerimise efektiivsuse suurendamiseks kasutati ultrahelivanni).

Saadud ekstraktid filtriti läbi paberfiltri. Filterkooki pesti 50% atsetooni vesilahusega. Pestitsiidide reekstraheerimine vee-atsetooni lahustest viidi läbi diklorometaaniga (kolm korda 30 ml). Diklorometaani lahused kuivatati, lastes need läbi veevaba naatriumsulfaadi kihi (analüütiline puhtus) ja aurutati tõmbekappis toatemperatuuril õhuvoolus kuivaks. Kuiv jääk lahustati 10 ml heksaanis ja kromatografeeriti. Pirimikarbi sisaldavate proovide ettevalmistamine viidi läbi vastavalt punktis kirjeldatud protseduurile. See põhineb pestitsiidi ekstraheerimisel analüüsitavatelt objektidelt 0,1 N vesinikkloriidhappe lahusega. Saadud ekstraktid leelistati 1 N naatriumhüdroksiidi lahusega pH väärtuseni 8–10 ja pirimikarb ekstraheeriti uuesti kloroformiga (kaks portsjonit 75 ml). Kloroformi ekstraktid kuivatati, lastes need läbi veevaba naatriumsulfaadi kihi ja aurustati tõmbekapis toatemperatuuril õhuvoolus kuivaks. Kuiv jääk lahustati 10 ml heksaanis ja kromatografeeriti. Proovi ettevalmistamine tahkefaasilise ekstraheerimisega. Analüüsitud proovidest ekstraheeriti pestitsiidid 50% atsetooni vesilahusega (ultrahelivannis). Pärast atsetooni vesilahuste filtreerimist ja filtrikoogi pesemist (50% atsetooni vesilahus) aurustati atsetoon kombineeritud ekstraktidest täielikult. Ülejäänud vesilahused filtriti uuesti läbi filterpaberi. Enne kodumaiste sorbentide Diapak C16 (partii nr 1002) kasutamist need aktiveeriti (kassettide aktiveerimine, vt lõik 2.2. eespool). Seejärel pumbati analüüsitud vesilahused läbi padrunite kiirusega mitte üle 2 ml/min, tekitades veejoapumbaga väljalaskeavas vaakumi. Seejärel kuivatati padruneid heeliumivoolus 30 minutit. Elueerivate lahustitena kasutati heksaani (20 ml), diklorometaani (20 ml) ja atsetooni (15 ml). Eluaadid aurustati tõmbekapis toatemperatuuril kuivaks.

Pärast aurustamist lahustati jäägid 10 ml heksaanis ja kromatografeeriti. Gaasikromatograafiline analüüs dimetoaadi, pirimikarbi ja malatiooni kombineeritud juuresolekul viidi läbi, kasutades Tsvet 55OM instrumenti, mis oli varustatud termodetektoriga ja 2 m x 3 mm klaaskolonniga, mis oli täidetud 5% SP 2100-ga Chromosorb W-l (0,200-0,250 mm). Kolonni temperatuur 220, aurusti 250, detektor 390C. Kandegaasi (lämmastiku) kulu - 30 ml/min, vesinik 14 ml/min, õhk 200 ml/min. Dimetoaadi gaaskromatograafiline analüüs viidi läbi Tsvet 550M instrumendil, millel oli termioondetektor ja 1 m x 3 mm klaaskolonn, mis oli täidetud 5% SE-30-ga kromatoonil N Super (0,125-0,160 mm). Kolonni temperatuur 200, aurusti 240, detektor 320C. Kandegaasi (lämmastiku) kulu - 28 ml/min, vesinik 14 ml/min, õhk 200 ml/min. Proovid (1 ui) doseeriti Hamiltoni mikrosüstlaga. Analüüsitud proovide pestitsiidide sisalduse kvantitatiivne hindamine välisstandardi meetodil viidi läbi vastavalt võrrandile (kõikidel juhtudel olid analüüsitud kogused samad ja moodustasid 10 ml):

Potentsiaalsete fosfororgaaniliste pestitsiidide hüdrofoobsuse parameetrite hindamine nende retentsiooniindeksite järgi pöördfaasilise kõrgjõudlusega vedelikkromatograafias

Orgaaniliste ühendite erinevate omaduste hulgas on erilisel kohal jaotuskoefitsiendid 1-oktanool/vesi süsteemis (log P). Seda parameetrit, mis on pakutud orgaaniliste ühendite hüdrofoobsuse mõõtmiseks, kasutatakse erinevatel eesmärkidel. Üks neist on ökotoksiliste ainete käitumise ennustamine keskkonnaobjektides. Teadaolevate andmete arvessevõtmine pestitsiidide lagunemise kohta taimedes ja pinnases näitab selgelt väljendunud nende avastamise kestuse sõltuvust sellistes objektides hüdrofoobsuse parameetritest. Nii näiteks näitavad püretroidide ja fosfororgaaniliste pestitsiidide võrdlusomadused (püretroidide log P väärtused on keskmiselt 2–4 ühikut kõrgemad kui FOP puhul) püretroidide pikemat säilimist erinevates põllukultuurides (1–2 nädalat rohkem), hoolimata oluliselt madalamatest (mitu kordadest) kulunormidest. Isegi sama ühendite klassi piires on hästi jälgitav pestitsiidide pinnases registreerimise kestuse sõltuvus nende hüdrofoobsusest.

Näiteks tuvastatakse rohkem hüdrofoobseid FOP-sid (log P 3-4) 5-15 päeva kauem kui vähem hüdrofoobseid (log P 1). Lisaks pestitsiidide käitumise hindamisele ja prognoosimisele erinevates keskkonnaobjektides saab log P väärtusi kasutada ühe kriteeriumina uute perspektiivsete taimekaitsevahendite valimisel. Seega arvatakse, et fosfororgaaniliste ühendite insektitsiidne toime korreleerub ka nende hüdrofoobsusega ja seega võivad log P väärtused olla kasulikud uute insektitsiidide otsimisel. Proovide ettevalmistamisel SPE-ga modifitseeritud silikageelidel, nagu on märgitud kirjanduse ülevaates, omistavad mitmed autorid pestitsiidide ekstraheerimise tõhususe nende hüdrofoobsusele. Seetõttu pakub see parameeter huvi mitte ainult ökoloogilise käitumise iseloomustamiseks või uute paljulubavate pestitsiidide otsimiseks, vaid ka analüütilisest seisukohast. Log P eksperimentaalne määramine 1-oktanool/vesi süsteemis on seotud oluliste raskustega, millest peamiseks tuleks pidada mõlema lahusti aeglaselt eralduvate emulsioonide moodustumist üksteises. See toob kaasa tarbetult pika tasakaaluperioodi, mille puudumine väljendub paljude ainete log P väärtuste madalas laboritevahelises reprodutseeritavuses (mõned hinnangud pestitsiidide näitel vt ). Tuntud meetodid log P määramiseks võib jagada kahte rühma – otsene ja kaudne.

Otsesed meetodid põhinevad ainete tasakaalukontsentratsioonide otsesel mõõtmisel mõlemas (või ühes, kõige sagedamini vees) kooseksisteerivas faasis. Selliste meetodite klassikaline näide on laialdaselt kasutatav "loksutuskolvi" meetod, mis võimaldab määrata log P väärtusi vahemikus -2,5 kuni +4,5. Kuid paljudel juhtudel ulatub selle abil saadud andmete laboritevaheline reprodutseeritavus ± 1,3 log Р ühikuni. Muud log P määramise meetodid on kas pikad või nõuavad spetsiaalsete seadmete kasutamist. Log P väärtuste otsese mõõtmise raskused on viinud nende hindamiseks suure hulga kaudsete meetodite ilmnemiseni. Mõned neist põhinevad log Р arvutamisel aditiivsete skeemide järgi (molekulaarsete fragmentide log Р juurdekasvu alusel, sealhulgas kaasaegse tarkvara (ACD või CS ChemDraw) abil), teised hõlmavad kaheparameetrilise lineaarse regressiooni võrrandi kasutamist. vorm (8), mille koefitsiendid arvutatakse vähimruutude meetodil varem iseloomustatud ainete andmekogumites:

Parameetrid A hõlmavad nii molekulaarseid omadusi – polariseeritavus (molekulaarmurdumine), ionisatsioonipotentsiaali, dipoolmomenti ja mõningaid füüsikalis-keemilisi konstante – keemistemperatuuri, lahustuvust vees (ainult homoloogsetes seeriates), aga ka eksperimentaalselt määratud retentsiooniparameetreid pöördfaasis. HPLC (tavaliselt kasutatakse retentsioonitegurite logaritme või mahtuvustegurit log k1). Vaatamata suurele hulgale näidetele sorbaatide hüdrofoobsuse karakteristikute kohta log k väärtuste (HPLC) järgi, on nendel eesmärkidel siiski sellised kromatograafilised invariandid nagu retentsiooniindeksid, mis sõltuvad eraldustingimustest vähem kui mahutegurid.

Taimsete objektide pestitsiidide sisalduse hindamise välisstandardi ja standardlisandi meetodite võrdlus

Taimsete objektide pestitsiidide taseme hindamine on ökotoksiliste ainete jälgede määramisel ülioluline ja viimane etapp. Kirjanduse ülevaates märgiti, et selleks kasutatakse kahte kvantitatiivse kromatograafilise analüüsi meetodit: kõige populaarsem on välisstandardi meetod (absoluutse kalibreerimismeetodi variatsioon) ja sisestandardi meetod. Välisstandardi meetodi laialdane kasutamine on tõenäoliselt tingitud lihtsast määramisprotseduurist.

See seisneb standardi lahuste ja sihtproovist saadud proovi analüüsis koos pestitsiidi kontsentratsiooni edasise määramisega proportsioonide järgi: kus Cx, Cst. - analüüdi kontsentratsioonid uuritavates ja standardlahustes; Mh, Met. - analüüdi kogus uuritavas ja standardlahustes (kui nende mahud on võrdsed); Рх, Рst# - analüüdi piigi pindala (kõrgus) katse- ja standardlahustes Kvantitatiivse määramise tulemuste vea juhusliku komponendi hindamine välisstandardi meetodil viiakse läbi suhtarvude järgi. : kus 5СХ, 5Сst. 5MX, 8MST. vead pestitsiidi koguste määramisel ja täpsustamisel analüüsitavates ja standardlahustes (kui nende mahud on võrdsed); 8PX, SPSCT. - vead pestitsiidide piikide pindalade (kõrguste) määramisel katse- ja standardlahustes. Kuid proovide kromatograafiliseks analüüsiks ettevalmistamise erinevates etappides võib täheldada pestitsiidide märkimisväärset kadu, mis viib nende kontsentratsiooni vähenemiseni lõplikus katselahuses ja selle tulemusena alahinnatud määramistulemusteni. Samuti märgiti kirjanduse ülevaates, et sisestandardi meetod võimaldab vähendada süstemaatilise vea mõju analüüside lõpptulemustele. Selle eelis oleks sel juhul vaieldamatu, kui sisestandardite valimisel ei tekiks raskusi. Samas ei ole selline sisestandardi meetodi variatsioon nagu standardlisamismeetod veel rakendust leidnud taime(ja muude) objektide pestitsiidide sisalduse hindamisel. See meetod hõlmab analüüdi enda kasutamist sisestandardina. Selle sisalduse määramiseks proovis (Cx) on vaja analüüsida kahte proovi: esialgset proovi ja proovi pärast teadaoleva koguse standardlisandi lisamist.

Lihtsa proportsiooni järgi (kui analüüsitud mahud on võrdsed), sidudes kromatograafilise signaali suurenemise uuritava ühendi lisamisega, määratakse selle esialgne sisaldus proovis: määratud analüüdi kogus algproovis; MDob. - võrdlusnäidise lisamine; Rx, Rx + DOB. on algproovile ja lisandiga proovile vastavate proovide analüüdi piikide pindalad (kõrgused), m on lähteproovi mass, V on analüüsitava proovi maht. Kvantitatiivsete määramiste (SMX) tulemuste juhuslikku viga standardse liitmismeetodiga (8MDAb «SP ja SV« 8 MDAb. juures) saab hinnata seosega: . Avaldiste (15) ja (16) võrdlus näitab, et standardse liitmismeetodi määramisvea juhuslik komponent Px Px+add korral on suurem kui välise standardmeetodi puhul, kuna (Px+DDb / (Px+add - Px )» 1, kuid Рх+lisa » Рх ja sellest tulenevalt Рх+lisa / (Рх+Add - Рх) « 1 juures on need väärtuselt võrreldavad. Lisaks on selle lisaallikaks katseoperatsioonide arvu kahekordne suurenemine proovi ettevalmistamisel.Samas aga süstemaatilise vea mõju vähenemine standardlisamise meetodil (nagu ka sisestandardi meetodil) reeglina võimaldab oluliselt vähendada määramiste koguviga.

Kotšmola, Nikolai Maksimovitš

Pöördfaasi HPLC-l (RP HPLC) on teiste vedelikkromatograafia võimaluste ees mitmeid eeliseid:

– see on väga paindlik meetod, kuna liikuva faasina kasutatavate vee-orgaaniliste segude koostist muutes on võimalik ühes kolonnis eraldada erineva iseloomuga ühendeid;

– selle meetodi selektiivsus on peaaegu alati oluliselt kõrgem kui teiste kromatograafiavõimaluste puhul kõigi ühendite puhul, välja arvatud väga polaarsed

– hüdrofobiseeritud silikageelide kasutamisel saavutatakse kiiresti liikuva ja statsionaarse faasi vaheline tasakaal, need sorbendid eristuvad kõrge eraldusvõimega;

– võimalik on eraldada nii vees kui orgaanilistes lahustites lahustuvad ühendid;

– puhverlahuste kasutamise võimalus liikuvas faasis võib parandada ionogeensete ühendite eraldamise selektiivsust ja efektiivsust.

Pöördfaasikromatograafias on statsionaarseks faasiks hüdrofobiseeritud silikageelid, mis saadakse silikageeli töötlemisel kloro- ja alkoksüsilaaniga. Analüütilises praktikas kasutatakse laialdaselt poogitud oktadetsüülrühmadega (C18) hüdrofobiseeritud silikageele, mille pookimistihedus on 1,1-2,3 nm-2.

IN Olenevalt töötlemismeetodist võivad hüdrofobiseeritud silikageelide omadused muutuda, mistõttu on erinevate ettevõtete kaubanduslike kolonnide omadused mõnevõrra erinevad. Süsinikusisaldus on 5-20%. Silikageeli pinna katvus orgaanilise modifikaatoriga on 10-60%, parimal juhul ulatub see 90%-ni. Silanooli jääkrühmade olemasolu toob kaasa asjaolu, et

adsorptsiooni ja ioonivahetuse retentsioonimehhanismid kaasnevad alati pöördfaasiga. Silanoolrühmade arvu vähendamiseks töödeldakse sorbente täiendavalt trimetüülklorosilaaniga (seda nimetatakse otsakorgiks). Tabelis. 12 kujutab tüüpilisi pöördfaasi sorbente. Kõige populaarsemad on järgmiste kaubamärkide silikageelid: bondopak, lichrosorb, porasil, separon, spherisorb, nukleosil, kromasil. Silikageelil põhinevate pöördfaasisorbentide puudusteks on piiratud lubatud pH vahemik ja silanoolrühmade sorptsiooniaktiivsus. Sellel puudusel puuduvad suures osas ettevõtte Phenominex uue põlvkonna kolonnid, selle Luna C18 kolonn on stabiilne pH vahemikus 1,5-10.

Eraldusmehhanism Selle kromatograafia variandi puhul ei ole veel täielikult selge. Kõige edukamad ja levinumad on teooria, mis kasutab Hildebranti lahustuvusparameetrite kontseptsiooni ja Horvath-Melanderi solvofoobset teooriat. Hildebranti lahustuvuse parameetritel põhineva teooria kohaselt määrab retentsiooni eraldatud ainete molekulaarne interaktsioon liikuva ja statsionaarse faasiga. Aine mahtuvusteguri sõltuvust liikuva faasi koostisest kirjeldab võrrand

lnk = Aφ2 + Bφ + C (12),

kus φ on orgaanilise komponendi (modifikaatori) mahuosa liikuvas faasis, A, B ja C on konstandid.

Mitme funktsionaalrühmaga kompleksühendite käitumist ei saa aga sageli selle sõltuvusega kirjeldada. Adekvaatsemalt kirjeldab sorbaatide retentsiooni mustreid RP HPLC-s solvofoobne teooria. Horwarth ja Milander näitasid esimestena, et vesieluendid, mis sisaldavad nr

Tabel 12. Sorbendid pöördfaasi HPLC jaoks

	Sp , m2/g		Osakeste kuju
		osakesed, µm

Adsorbsil C8			Ebaregulaarne
Adsorbsil C18			Ebaregulaarne
Adsorbsfäär C8			sfääriline
Adsorbsfäär C18			sfääriline
Altima C8			sfääriline
Altima C18			sfääriline
AlfaBond S8			Ebaregulaarne
AlfaBond S18			Ebaregulaarne
M-Bondopak S18			Ebaregulaarne
M-Bondopak fenüül			Ebaregulaarne
Hüpersil C8			sfääriline
Hüpersil ODS			sfääriline
Zorbax S8			sfääriline
Zorbax ODS			sfääriline
Diasorb-130-C1			Ebaregulaarne
Diasfer 130-C8			sfääriline
Diasfer-130-S18T			sfääriline
Lichrosorb RP-2			Ebaregulaarne
Lichrosorb RP 18			sfääriline
			sfääriline
			sfääriline
Nukleosiil C18			sfääriline
Partisil ODS-3			Ebaregulaarne
Separon C18			sfääriline
Silasorb C2			Ebaregulaarne
Silasorb C8			Ebaregulaarne
Silasorb C18			Ebaregulaarne
			sfääriline
Sferisorb C18

orgaanilisi lahusteid saab kasutada polaarsete bioloogiliste molekulide eraldamiseks oktadetsüülsilikageelil. Isegi orgaanilise komponendi puudumisel eluendis on interaktsioon lahustunud aine ja poogitud süsivesinikradikaalide vahel

statsionaarne faas, oli lahustunud aine peetuse põhjuseks. See viis järeldusele, et pöördfaasi variandis on retentsiooni määravad peamiselt hüdrofoobsed interaktsioonid.

Kõige olulisem roll pöördfaasikromatograafia retentsioonimehhanismi mõistmisel oli Horvathi ja tema koolkonna tööl. Horvathi teooria olemus on järgmine. Polaarsetel pindadel suhteliselt mittepolaarsetest lahustitest ("normaalfaasirežiim") ja veest või väga polaarsetest lahustitest mittepolaarsetel pindadel sorptsiooni protsesside vahel ("pöördfaasirežiim") on põhimõtteline erinevus. Esimesel juhul tekivad Coulombi interaktsioonide või vesiniksidemete tõttu assotsiaadid sorbaatide molekulide ja statsionaarsete faaside vahel. Teisel juhul on pinnal seostumine põhjustatud nn solvofoobsetest interaktsioonidest liikuvas faasis. Polaarseid liikuvaid faase, eriti neid, mis sisaldavad vett, iseloomustab tugev Coulombi interaktsioon ja vesiniksidemete moodustumine lahusti molekulide vahel. Kõik sellistes lahustites olevad molekulid on molekulidevaheliste jõudude poolt üsna tugevalt seotud. Sorbaadi molekuli paigutamiseks sellesse keskkonda on vaja moodustada lahusti molekulide vahele "õõnsus". Sellise "õõnsuse" moodustamise energiakulud kaetakse ainult osaliselt sorbaadi molekuli polaarsete rühmade interaktsioonist polaarsete lahusti molekulidega. Statsionaarse faasi mittepolaarsed molekulid on lahusti suhtes sarnases asendis. Energia seisukohast on selline positsioon soodsam, kui polaarse keskkonna (lahusti) ja statsionaarse faasi mittepolaarsete fragmentide ja sorbaadi molekulide vaheline liides on minimaalne. Selle pinna vähenemine saavutatakse sorptsiooni käigus (joonis 15).

Riis. 15. Pöördfaasikromatograafia mehhanismile: a - sorbaat lahuses; b - sorbaat statsionaarse faasi pinnal. Vee ja orgaanilise lahusti molekulid on tähistatud vastavalt heledate ja tumedate ringidega.

Pöördfaasikromatograafiat kasutatakse laialdaselt mitte ainult neutraalsete ühendite, vaid ka ioonsete ainete eraldamiseks. Põhimõtteliselt kirjeldab selliste ühendite sorptsiooniprotsessi ka solvofoobne teooria. Seda tüüpi sorbaadid eksisteerivad aga lahuses ja adsorbeeritud olekus nii neutraalsete molekulide kui ka ioonide kujul. Igal neist vormidest on oma säilitusteguri väärtus. Sõltuvalt keskkonna pH-st muutub erinevate vormide suhe lahuses ja retentsioonitegurid.

Tavaliselt kasutatakse liikuva faasina lahustite segusid, kuna see parandab selektiivsust ja eraldamise efektiivsust ning vähendab selle rakendamiseks kuluvat aega.

Muutes RPLC-s liikuva faasi koostist, saab retentsiooni muuta väga laias vahemikus. Peaaegu kõigi analüüsitud ühendite puhul on retentsioon mõnedes puhastes lahustites (metanool, tetrahüdrofuraan) tühine, samas kui puhtas vees on see äärmiselt kõrge. Seetõttu, et saavutada vastuvõetav säilitusaeg,

tavaliselt on vaja kasutada vee segusid orgaanilise lahustiga – nn modifikaatoriga. Aine retentsiooniteguri sõltuvust liikuva faasi koostisest kirjeldab võrrand


kus C on orgaanilise aine kontsentratsioon	komponent (muundur) sisse

liikuv faas, b ja p on konstandid.

Konstantsetes kromatograafilistes tingimustes määravad erinevate sorbaatide retentsiooni järgmised tegurid:

– sorbaatide hüdrofoobsus;

– dipoolmoment;

– nende molekulide maht;

– polariseeritavus;

– mittepolaarse pinna vähenemine sorptsiooni ajal.

Sorbaatide retentsiooni ja omaduste vahelise seose kirjeldamisel seostavad kõige populaarsemad võrrandid kromatograafilises süsteemis mõõdetud retentsioonitegurid jaotuskoefitsientidega (kõige sagedamini oktanool-vesi süsteemis). Sarnase struktuuriga ühendite puhul täheldatakse koefitsientide logaritmide vahel lineaarset seost

kus Pi,j on aine jaotuskoefitsient vesi- ja orgaanilise faasi vahel.

Paljudel juhtudel on retentsiooniteguri logaritm lineaarselt seotud

Kõige tavalisem deskriptor on süsinikuaatomite arv. Need suhted on kasulikud nii liikuva faasi koostise valimisel

nii eraldamisel kui ka segu komponentide tuvastamiseks.

Iga konkreetse probleemi lahendamiseks tuleb nii liikuva kui ka statsionaarse faasi koostis hoolikalt valida nii selle komponentide füüsikaliste kui ka keemiliste omaduste seisukohast. HPLC variandi valimise üldskeem sõltuvalt eraldatavate ainete iseloomust on näidatud joonisel 3. 16.

HPLC eraldussüsteem koosneb mitmest plokist: pumbast, dosaatorist, kolonnist, detektorist ja salvestusseadmest.

Mõelge HPLC-s kasutatavate peamiste pumpade tüüpidele.

süstlapumbad. Täppis-sünkroonmootori pöörlemine muudetakse silindris oleva kolvi liikumiseks. Kui kolb liigub, siis liikuv faas kas siseneb silindrisse või pressitakse sealt välja. Seda tüüpi pumba eeliseks on pulsatsioonide peaaegu täielik puudumine liikuva faasi voolus, puuduseks on võimatus luua gradienti ühe pumba abil.

Õhuvõimenduspumbad. Tagage kolonni sisselaskeava juures konstantne rõhk. Eelised – voolupulsatsioonide puudumine, kõrge töökindlus; puuduseks on mobiilse faasi mahulise toite madal reprodutseeritavus.

Kolb-kolbpumbad. Elektromehaanilise seadme abil sõidetakseedasi-tagasitööpeas liikuva kolvi liikumine, mille tulemusena pump kas korjab üles liikuva faasi või väljastab selle etteantud kiirusega. Eeliseks on liikuva faasi pidev mahuline toide, miinuseks üsna suured voolupulsatsioonid, mis on peamiseks müra suurenemise ja detektori tundlikkuse vähenemise põhjuseks.

Riis. 16. HPLC tingimuste valik, võttes arvesse eraldatavate ainete hüdrofoobsust

Proovi sisestamiseks vedelikkromatograafiasse kasutatakse järgmist tüüpi dosaatoreid:

– doseerimissilmus

– Membraandosaatorid (ilma voolupidurita ja voolupiduriga)

Peamised detektorite tüübid ja nende omadused on toodud tabelis. 13. Kõige tavalisem adsorptsiooni-HPLC detektor on spektrofotomeetriline. Ainete elueerimisel spetsiaalselt projekteeritud mikroelemendis mõõdetakse eluaadi optilist tihedust eelnevalt valitud lainepikkusel, mis vastab määratavate ainete neeldumismaksimumile. Sellised detektorid mõõdavad valguse neeldumist spektri ultraviolett- või nähtavas piirkonnas, kusjuures esimest kasutatakse sagedamini. See on tingitud asjaolust, et enamikul keemilistel ühenditel on üsna intensiivsed neeldumisribad lainepikkuste vahemikus 200-360 nm. Fotomeetrilistel detektoritel on üsna kõrge tundlikkus. UV-detektori tundlikkus võib ulatuda 0,001 ühikuni. optiline tihedus skaala kohta 1% müra juures. Nii kõrge tundlikkusega saab tuvastada kuni mitu ng isegi nõrgalt neelduvaid UV-aineid. Detektori lai lineaarsuse ulatus võimaldab analüüsida nii lisandeid kui ka segu põhikomponente ühel kromatogrammil. Spektrofotomeetrilise detektori võimalusi on oluliselt laiendatud pärast selle kaasaegse analoogi, diode array detektori (DMA) tulekut, mis töötab nii UV- kui ka nähtavas piirkonnas. Sellises detektoris registreerib fotodioodide "maatriks" (neid on üle 200) pidevalt skaneerimisrežiimis elektromagnetilise kiirguse neeldumist. See võimaldab suure tundlikkusega salvestada kiiresti läbivaid moonutamata spektreid

komponentide detektori rakk. Võrreldes tuvastamisega ühel lainepikkusel, võimaldab piigi elueerimisel saadud spektrite võrdlemine identifitseerida eraldatud komponente palju suurema kindlusega.

Tööpõhimõte fluorimeetriline detektor põhineb neeldunud valguse fluorestsentskiirguse mõõtmisel. Imendumine toimub tavaliselt aastal UV-alad spekter, fluorestseeruva kiirguse lainepikkused ületavad neeldunud valguse lainepikkusi. Fluoromeetrilistel detektoritel on väga kõrge tundlikkus ja selektiivsus. Nende kõige olulisem rakendusvaldkond on aromaatsete polütsükliliste süsivesinike tuvastamine.

Amperomeetriline detektor kasutatakse tahke elektroodi pinnal oksüdeeruvate orgaaniliste ühendite määramiseks. Analüütiline signaal on oksüdatsioonivoolu väärtus. Detektoril on vähemalt kaks elektroodi - tööelektrood ja võrdluselektrood (hõbekloriid või teras), mõnikord on paigaldatud ka abielektrood, mis on vajalik oomilise pingelanguse mõju mahasurumiseks madala juhtivusega lahustes. Määramise edukus määrab tööelektroodi materjali valiku ja potentsiaali. Amperomeetrilises detektoris kasutatakse elektroode, mis on valmistatud süsinikmaterjalidest, enamasti klaasjas süsinikust ja metallist: plaatina, kuld, vask, nikkel. Tööelektroodi potentsiaal on seatud vahemikku 0 - +1,3 V. Mõõtmisi saab läbi viia kas konstantse potentsiaaliga või impulssrežiimis, kui on seatud kolmeastmeline potentsiaali pühkimine, mis tagab erinevatel etappidel - aine oksüdeerimine, elektroodi puhastamine ja selle regenereerimine. Kasutades seda

Detektor on eriti oluline fenoolide, fenoolsete ühendite, hüdrasiinide, biogeensete amiinide ja mõnede aminohapete määramisel.

Juhtivuse detektor kasutatakse anorgaaniliste anioonide ja katioonide määramiseks ioonkromatograafias. Selle tööpõhimõte põhineb liikuva faasi elektrijuhtivuse mõõtmisel aine elueerimisel.

Tabel 13. Keskkonnaanalüüsis kasutatavad suure jõudlusega vedelikkromatograafia detektorid

Detektori tüüp	mõõdetud	Minimaalne	Selektiivsus
	parameeter	määratletud
		kogus, g

Spektrofoto-	Optiline	10 -10
meetriline	tihedus
Fluorimeetria	Intensiivsus	10 -11
	fluorestsents
Juhtivus-	Elektrijuhe-	10-9
ric
Amperomeetriline	Praegune väärtus	10-11 - 10-9
Amperomeetriline	Praegune väärtus	10-11 - 10-9

Massispektro-	väärtust	10 -12 – 10 -10
meetriline	ioonvool

Erakordselt informatiivne on mass

spektromeetriline detektor , millel on kõrge tundlikkus ja selektiivsus. Peamine probleem, mis selle detektori kasutamist takistab, on eluendi voolu massispektromeetrisse viimise probleem. Mikrokolonnkromatograafia areng võimaldab

töötada välja süsteemid eluendivoolu otse süstimiseks massispektromeetri iooniallikasse. Kasutage kõrge eraldusvõimega massispektromeetriid

Ja piisav kiirus keemilise ionisatsiooniga juures

atmosfäärirõhk või elektropihustusionisatsioon. Vedelikkromatograafia massispektromeetrite uusimad mudelid töötavad massivahemikus m/z vahemikus 20 kuni

4000 amu Massispektromeetriline detektor seab ranged nõuded lahustite puhtusele, on kallis ja keeruline.

ringluses.

3.1.2. Pöördfaasilise kõrgjõudlusega vedelikkromatograafia kasutamine keskkonnaprobleemide lahendamiseks

Vee ja pinnase reostuse määramine. Kõrgefektiivset vedelikkromatograafiat kasutatakse aktiivselt erinevate ökotoksiliste ainete määramiseks vetes ja pinnases. Kõige olulisemad HPLC-ga lahendatavad ülesanded vee ja pinnase analüüsimisel on fenoolsete ühendite, PAH-de ja pestitsiidide määramine. Kuna nende ökotoksiliste ainete MPC-d vees ja pinnases on väga madalad, tehakse nende määramine tavaliselt pärast esialgset kontsentreerimist või isoleerimist. Selleks võib kasutada vedelat ekstraheerimist, kuid mugavam ja tõhusam meetod on sorptsioon või tahkefaasiline ekstraheerimine.

Fenoolide määramine jäätme- ja loodusvees. Väga levinud ökotoksilised ained on fenool ja selle kloori- ja nitroderivaadid, guajakool ja kresoolid. Need ühendid moodustuvad inimese tootmistegevuse käigus, eriti intselluloos ja pabertootmine. Neid on vaja määrata erinevat tüüpi vetes: looduslikes,

sanitaartehnilised, tööstuslikud ja jäätmed. Vete koostis on väga keeruline ja võib sisaldada suurel hulgal fenoolseid ühendeid, mis tekivad nii reostuse staadiumis kui ka vee puhastamise käigus. Kõige tõenäolisemad reoveekomponendid on fenool, guajakool, o-, m- ja p-kresoolid, mono-, di-, tri- ja pentaklorofenoolid, mono- ja dinitrofenoolid. Lenduvate ja vähelenduvate fenoolide eraldamiseks ja samaaegseks määramiseks on väga edukas kõrgsurvevedelikkromatograafia kasutamine hüdrofobiseeritud silikageelil. Fenoolide eraldamise efektiivsuse ja selektiivsuse määrab liikuva faasi koostis. Kõige sagedamini kasutatakse HPLC-s fenoolide eraldamiseks atsetonitriili või metanooli segusid puhverlahustega (atsetaat või fosfaat), mitmesuguse koostisega fenoolide edukaks eraldamiseks on võimalik kasutada vesilahusena äädik-, kloroäädik- või fosforhappega hapestatud vett. liikuva faasi komponent. Fenoolide peetumisaeg on määratud nende hüdrofoobsusega ja pikeneb selle kasvuga. Kõige olulisemate fenoolide, keskkonnasaasteainete puhul suureneb retentsioon sarjas: katehhool< фенол < 4-нитрофенол < гваякол < п-крезол < 2,4-нитрофенол < 2-нитрофенол < 2-хлорфенол < 4- хлорфенол < 3-хлорфенол < 2,4-диметилфенол < 4-хлор-3-метилфенол < 2,4-дихлорфенол < 2,4,6- трихлорфенол < пентахлорфенол и зависит от состава подвижной фазы. Чем больше в ней содержание ацетонитрила или метанола, тем меньше удерживание. Для разделения столь сложной смеси фенольных соединений не удается подобрать подвижной фазы определенного состава. Необходимо либо использование градиентного элюирования, либо разные фенолы делят с использованием различных подвижных фаз.

Fenoolsete ühendite madalad MPC-d vetes nõuavad tundlikke tuvastamismeetodeid või eeluuringuid

kontsentratsioon. Fenoolide tuvastamine DDM-i abil on üsna edukas, fenooli tuvastamise piir ulatub lainepikkusel 260 nm sel juhul 1 mg/l. Amperomeetrilisel detektoril on fenooli ja selle derivaatide suhtes veelgi suurem tundlikkus ja selektiivsus. Selle kasutamine võimaldab määrata fenoole MPC tasemel isegi looduslikes vetes. Looduslikes vetes on fenooli MPC 0,001 mg/l, p-klorofenoolil - 0,002 mg/l, 2,4-diklorofenoolil - 0,004 mg/ml, 2,4,6 - triklorofenoolil - 0,006 mg/l ja pentaklorofenoolil - 0,01 mg/l . Amperomeetriline tuvastamine põhineb fenoolide oksüdatsioonil tahke elektroodi pinnal, milleks on tavaliselt klaasjas süsinikelektrood. On kindlaks tehtud, et maksimaalne signaal registreeritakse klaasja süsinikelektroodi potentsiaalil – +1300 mV teraselektroodi suhtes või +1100 mV hõbekloriidi võrdluselektroodi suhtes. Fosforhappe kasutamine liikuva faasi komponendina on oluline, sel juhul on amperomeetrilise detektori signaali baasjoone kõikumised minimaalsed, mis võimaldab vähendada minimaalse tuvastatava kontsentratsiooni väärtust, mis vastab signaal, mis võrdub kahekordse baasjoone laiusega. Tabelis. 14. on toodud näited fenooli määramise kohta vetes erinevates tingimustes, joonisel fig. 17 on kujutatud segu kromatogrammi ja joonisel fig. 18 - 20 fenoolide määramine kraani- ja heitvees.

Pestitsiidide määratlus. Kaasaegses põllumajanduses kasutatakse laialdaselt keemilisi ühendeid, mida kasutatakse kahjurite, seente, umbrohu vastu võitlemiseks, nn pestitsiide. Lisaks vaieldamatutele eelistele on pestitsiidide ulatuslik tootmine ja kontrollimatu kasutamine kaasa toonud keskkonnaolukorra olulise halvenemise.

Tabel. 14. Näited fenoolsete ühendite määramisest HPLC vetes

Määratud fenoolid	Statsionaarne faas	mobiilne faas	Detektor	сmin, mg/l
Katehhool, fenool, 4-nitrofenool, 2-	Spherisorb C18,	metanool (MeOH) - 1%		0,03 ─0,1 (sirge
nitrofenool, p-kresool, 2,4-dinitrofenool,		äädikhappe lahus
2,4-dimetüülfenool, 2-klorofenool, 4-		happe gradient		(0,65 ─ 1,0) 102
klorofenool, 2,4-diklorofenool, 2,4,6-				(esialgne
triklorofenool, pentaklorofenool		25 ─ 100% MeOH		kontsentratsioon
	Hypersil Green C18
	Hypersil Green C18	atsetonitriil (AN) – 1%		(0,3 – 8,0) 102
		atsetonitriil (AN) – 1%		(0,3 – 8,0) 102
		äädikhappe lahus		(esialgne
		happed; gradient		kontsentratsioon

	Kromasil C18 5	30 ─ 100% AN		(2,5 – 27) 103
	Kromasil C18 5
		MeOH - H20;		(0,04 – 0,3) 103
		gradiendi režiim:		(0,04 – 0,3) 103
Fenool, 2-klorofenool, 2,4-diklorofenool, 2,4,6-		25 ─ 100% MeOH
Fenool, 2-klorofenool, 2,4-diklorofenool, 2,4,6-
triklorofenool, pentaklorofenool		AN ─ 0,1% H3PO4 lahus
fenool, guajakool, p-kresool, o-kresool,
fenool, guajakool, p-kresool, o-kresool,		AN ─ 0,1% H3PO4 lahus
		AN ─ 0,1% H3PO4 lahus
püragalool, 4-hüdroksüaniliin, benskatehhool,
püragalool, 4-hüdroksüaniliin, benskatehhool,
2-hüdroksüaniliin, fenool, kresoolid, mono-,	Silikageel C18,	MeOH ─ 0,1 M lahus		8 10-5 – 4 10-4
di-, triklorofenoolid, mono-, dinitrofenoolid,		Na2HPO4 ─ 50 nM	rakud	8 10-5 – 4 10-4
pentaklorofenool		nitriiltriäädikhape
		hape ─ 0,03 M lahus
		naatriumdodetsüülsulfaat;
		gradiendi režiim

Riis. 17. Segu kromatogramm: 2 - fenool; 3 - guajakool; 4 - p-kresool; 5 - o-kresool; 6 - klorokresool; 7 – p-klorofenool; 1 - süsteemi tipp.Veerg: (150x4,6) mm, Mightysil RP-18; Mobiilne faas:

atsetonitriil:vesi:fosforhape (20,0:79,9:0,1) mahuprotsenti

Riis. Joonis 18. Tselluloosi- ja paberitehase reoveeproovi kromatogramm: 1 – süsteemne piik; 2-2,4,6-triklorofenool; 5 - pentaklorofenool; 3,4,6 - tuvastamata piigid.

Kolonn (150x4,6) mm Mightysil RP-18; Mobiilne faas:

atsetonitriil:vesi:fosforhape (70,0:29,9:0,1) mahuprotsent Liikuva faasi etteandekiirus 0,7 ml/min. Amperomeetriline detektor. Tööelektroodi potentsiaal 1300 mV

Riis. Joonis 19. Kraanivee kromatogramm fenoolide lisamisega (1 µg/l) koos eelneva ioonpaari ekstraheerimisega: 1 – fenool; 2-4-nitrofenool; 3-2,4-dinitrofenool; 4-2-klorofenool; 5-2-nitrofenool; 6

– 2,6-dimetüülfenool; 7-2,4-dimetüülfenool; 8 – 2-metüül-4,6-dinitrofenool; 9 – 4-kloro-3-metüülfenool; 10-2,4-diklorofenool; 11-2,4,6-trimetüülfenool; 12 - 2,4,6-triklorofenool; 13 - pentaklorofenool. Kolonn: teras (250x4,6 mm), Spherisorb ODS-2, 5 µm; Liikuv faas: metanool - 1% äädikhape, gradientrežiim (metanool 25-100%); spektrofotomeetriline detektor, 280 nm (pentaklorofenool 302 nm)

Riis. Joonis 20. Kraanivee proovi kromatogramm fenoollisanditega: 1 – fenool (0,1 µg/l); 2-2-klorofenool (0,1 ug/l); 3-2,6-diklorofenool (0,2 ug/l); 4-2,4-diklorofenool (0,2 µg/l).

Fenoolid kontsentreeriti 30 ml-st.

Kolonn (150x4,6) mm Mightysil RP-18. Mobiilne faas:

atsetonitriil:vesi:fosforhape (70,0:29,9:0,1) mahuprotsent Liikuva faasi voolukiirus on 0,7 ml/min. Amperomeetriline detektor; tööelektroodi potentsiaal - 1300 mV

Kuna pestitsiidid satuvad inimeste organismi, kes ei puutu pestitsiididega ametialaselt kokku, peamiselt toidu ja veega, on vaja püsivat põllumajandussaaduste, toidu ja vee kvaliteedi analüüsisüsteemi. Samas pakuvad suurimat huvi analüüsimeetodid, mida saaks kasutada mitte ainult teadusuuringutes, vaid ka suuremahulises analüütilises jadakontrollis. Arvestades pestitsiidide suurt toksilisust, on seireks vaja spetsiifilisi ja väga tundlikke analüüsimeetodeid, mis võimaldavad määrata pestitsiidide jääke ja nende metaboliite jälgede tasemel.

Kromatograafilised analüüsimeetodid on tundlikumad ja võimaldavad eristada sarnaseid ühendeid ja nende metaboliite või hüdrolüüsiprodukte. Viimasel ajal on pestitsiidide määramiseks ja eraldamiseks üha enam kasutatud HPLC-d. Meetod on kõige kasulikum vähelenduvate või termiliselt ebastabiilsete pestitsiidide analüüsimisel, mida ei saa gaasikromatograafiaga analüüsida.

HPLC-d kasutatakse kõige edukamalt karbamaatide, uureate, fenoksüäädikhapetel põhinevate herbitsiidide, triasiinide ja nende metaboliitide, bensimidasoolide ja mõnede muude ühendite määramiseks.

Ühed populaarsemad herbitsiidid on triasiinid, millest enamik on s-triasiini derivaadid, sümmeetriliselt paiknevate lämmastikuaatomitega kuueliikmeline heterotsükkel. Asendajad asuvad positsioonidel 2,4 ja 6. Tuntuimad on kolm triasiini: propasiin, atrasiin ja simasiin, kaks viimast on kantud EL-i riikide prioriteetsete saasteainete nimekirja. Triasiinide maksimaalne lubatud kontsentratsioon joogivees on 100 ng/l. Vee analüüsimisel triasiinid tavaliselt eelkontsentreeritakse ja seejärel eraldatakse RP HPLC abil. Statsionaarseks faasiks on hüdrofobiseeritud silikageelid, liikuvaks faasiks atsetonitriili segu vee või puhverlahustega Triasiinide tuvastamiseks kasutatakse dioodirea detektorit, UV-, amperomeetrilisi ja massispektromeetrilisi detektoreid. Näited triasiinide määramise kohta HPLC abil vees ja pinnases on toodud tabelis. 15.

Tabel 15. Näited pestitsiidide määramisest vees ja pinnases HPLC abil

Avastatud pestitsiidid	Statsionaarne faas	mobiilne faas	Detektor	Сmin, mg/l
triasiinid: atrasiin, simasiin, propasiin,	Ultracarb C18,	Atsetonitriil (AN) - 1 mM		esialgne
prometiin, tetbutülasiin, deetüülatrasiin,		fosfaatpuhver		kontsentratsioon
deisopropüülatrasiin, hüdroksüatrasiin		lahus, pH 7		(0,8-3,0)10-3 mg/kg
		gradiendi režiim
		15–70% AN
triasiinid: hüdroksüatrasiin,	Hüpersil C18	Atsetonitriil (AN) - 1 mM	amper	2,10-5 M
hüdroksüsimasiin, hüdroksüdeetüülatrasiin		fosfaatpuhver	ric
		lahus, pH 6,5
		gradiendi režiim
		30–100% AN
Fenüüluurea derivaadid:	Supelkosil C18,	AN-H2O		esialgne
Monuroon, flumetiroon, Diuron, siduron,		gradiendi režiim		kontsentratsioon
linuroon, neburoon		40–90% AN		(2-4)10-3
				(0,4-3)10-4
Sulfonüüluuread
Kloorsulfuroon, metüülsulfuroon,	Ultraspher C18,	MeOH-H2O (pH 2,5),		esialgne
klorimuroon, tifeensulfuroon		gradiendi režiim		kontsentratsioon
	Viospher C6, 5 µm	40-70% MeOH
Tsinosulfuroon, tifeensulfuroon, metüül-	LiChrospher C18,	MeOH - 0,1% H3PO4		0,01-0,05 mg/kg
sulfuroon, sulfometuroon, kloorsulfuroon
Karbamaadid: karbarüül, profarm, metiokarb,	Supelkosil C18,	AN–H2O (55:45)		esialgne
promekarb, kloorprofaam, barbaan				kontsentratsioon
				(0,3-8)10-3

7. Kvaternaarsed ammooniumisoolad: parakvaat, dikvaat, difensokvaat, kloormekvaatkloriid, mepikvaat

8. Happelised herbitsiidid: dikamba, bentasoon, benasoliin, 2,4 D, MCPA(2-metüül-4-klorofenoksüäädikhape)

9. Fosfoon- ja aminohapete derivaadid: glüfosaat, glufosinaat, bialofoss

10. Erinevate klasside pestitsiidide segud Simasiin, fensulfotioon, isoprokarb, fenobukarb, kloortiloniil, etridiasool, meproniil, pronamiid, mekrprom, bensuliid, isofenofoss, terbutool

11. simasiin, diklorofoss, tiram, 1,3-dikloropropeen, fenobukarb, propisamiin, iprofenfos, isoprotiolaan, kloortiloniil, fenitrotioon, diasitioon, isohatioon, tiobenkarb, klornitrofeen, asulaan, iprodioon, bensuliin

12. Benomüül, 2,4-D, dikamba, rimsulfuroon, kloorsulfuroon, linuroon, kloorsulfoksiim, propikonasool, difenokonasool

			(0,1–10)10-4
			(0,1–10)10-4
Silikageel C18,	AN NaCl lisanditega,		4,4,10-4 mg/kg
	MeOH - lahus
	hüdroksiid
	tetrametüülammoonium
LiChrosorb C18	MeOH - 0,01 M trietüül		esialgne
	amiin, pH 6,9		kontsentratsioon
	gradiendi režiim		(0,2–1,0)10-4

	MeOH – 0,05 M NaH2PO4,
		Fluorestseeruv	0,2.10-4
Nova-Pak C18	AH – 0,05 M NaH2PO4,		(0,3–1.0)10-4
LiChrosorb NH2	0,02 M TMA bromiid
LiChrosorb NH2
kapillaar	AN -H2O		esialgne
LC kolonn	gradiendi režiim		kontsentratsioon
Parklad C18,			(0,15–0,8)10-3

	AN - 1 mM fosfaati		esialgne
	puhverlahus, pH 6,		kontsentratsioon
	gradiendi režiim		(0,04–0,5)10-3

Diaspher C16, 5 µm	AN - 0,01 M fosfaat
	puhverlahus, pH 4,2

Teine pestitsiidide rühm, mille puhul HPLC on paljulubavam kui kapillaargaasikromatograafia, on fenüüluurea derivaadid. Tuntuimad neist on linuroon, monolinuroon, pürasoon ja sulfonüüluuread (kloorsulfuroon, tifensulfuroon, rimsulfuroon, metüülsulfuroon jne).

HPLC-d kasutatakse laialdaselt ka karbamaatide eraldamiseks ja määramiseks. Erilist tähelepanu pööratakse karbarüüli, propharma, metiokarbi määratlusele. Fenüüluureate, sulfonüüluureate ja karbamaatide eraldamise tingimused on lähedased triasiinide eraldamise tingimustega.

Kasutatavate detektorite valikus on: dioodmassiivi detektor, UV, fluorimeetriline ja massispektromeetriline detektor. Amperomeetrilist detektorit kasutatakse laialdaselt. See detektor suurendab karbamaadi ja uurea derivaatide (aldikarb, karbarüül, kloorpropharma, dimetoaat, metiokarb) määramisel tundlikkust UV-ga võrreldes umbes 10 korda. Mõned näited sulfonüüluureate, fenüüluureate ja karbamaatide eraldamise kohta on toodud tabelis. 15 ja joonisel fig. 21.

Selektiivsed herbitsiidid - fenoksüäädikhappe derivaadid (2,4-D, dikamba, bentasoon, trikloropüür jne), samuti on eelistatav määrata HPLC. Statsionaarse faasina toimivad hüdrofoobsed silikageelid ja liikuva faasina atsetonitriili või metanooli segud puhverlahustega või veega, millele on lisatud happeid. Happeliste ühendite analüüsimisel on eriti oluline liikuva faasi pH valik, mille väärtus valitakse madalamaks kui eraldatavate ühendite pKa. Eraldamise selektiivsuse suurendamiseks saab kasutada ka pöördfaasi HPLC ioonpaari versiooni.

Riis. Joonis 21. Mullaekstrakti kromatogramm herbitsiidide, fenüüluurea derivaatide lisandiga (10 µg/g): 1 – tsinosulfuroon; 2 - metüültiofeensulfuroon; 3 - metüülsulfuroonmetüül; 4 - metüülsulfometuroon; 5 - kloorsulfuroon.

Teraskolonn (100x4,6 mm), silikageel C18, 3 µm. Mobiilse faasi metanool - 0,1% fosforhappe lahus (45:55). Spektrofotomeetriline detektor, 226 nm

Trietüülamiini kasutatakse ioonpaarreagendina, et suurendada dikamba, bentasooni, benasoliini, 2,4-D ja MCPA (2-metüül-4-klorofenoksüäädikhape) retentsiooni oktadetsüülsilikageelil neutraalses pH piirkonnas. Seega määratakse happelised herbitsiidid joogi- ja põhjavees (tabel 15). Tuvastamine toimub UV-detektoriga, madalaimad tuvastuspiirid saadakse dioodimassiiviga UV-detektoril.

Oluliseks ülesandeks on ka erinevate klasside pestitsiide sisaldavate segude eraldamine, kuna keskkonnaobjektides need

hüdrofobiseeritud silikageelid: polaarsed ühendid elueeruvad juba väikese atsetonitriili sisaldusega (20-30)% liikuvas faasis, hüdrofoobsemad suurema sisaldusega (kuni 70%), seetõttu kasutatakse segude eraldamiseks gradientelueerimisrežiimi . Pestitsiidisegude eraldamise näited on näidatud joonisel fig. 22, 23.

Riis. 22. Vee kromatogramm pestitsiidide lisamisega (0,2 mg/l) pärast eelsorptsioonikontsentratsiooni: 1 - disisopropüülatrasiin; 2 - metamitron; 3 - kloordiasoon; 4 - dietüülatrasiin; 5 - krimidiin; 6 - karbeetamiid; 7 - bromatsiil; 8 - simasiin; 9 - tsüanasiin; 10 - dietüülterbutülasiin; 11 - karbutilaat; 12 - metabenstiasuroon; 13 - klorotoluron; 14 - atrasiin; 15 - monolinuroon; 16 - isoproturoon; 17 - metasakloor; 18 - metaprotriin; 19 - dimefuroon; 20 - sebutülasiin; 21 - propasiin; 22 - tetbutülasiin; 23 - linuroon; 24 - kloorkuroon; 25 - prometriin; 26 - kloorprofarm; 27 - terbutriin; 28 - metolakloor; 29 - pentsikuron; 30 - bifenoks; 31 - perdimetaliin.

Kolonn: LiChroCART (250x4 mm), Superspher 100 RP-18, 5 µm; liikuv faas atsetonitriil - 1 mM ammooniumatsetaat (gradientrežiim - atsetonitriil 25–90%). Spektrofotomeetriline detektor, 220 nm

Riis. 23. Pestitsiidide segu eraldumise kromatogramm: 1-metaboliit benomüül (2 µg/ml); 2 – atseetamipriid (4 μg/ml); 3 – lenatsiil (10 μg/ml); 4

– dikamba (4 mcg/ml); 5 - kloorsulfuroon (5 ug/ml); 6 - tiram (5 ug/ml); 7 - kloorsulfoksiim (8 ug/ml); 8 - penkonasool (5 ug/ml); 9 - linuroon (5 ug/ml); 10 - fludioksoniil (5 ug/ml); 11-propikonasool (5 ug/ml); 12 - difenokonasool (5 µg/ml).

Kromatograafilise määramise tingimused: kolonn Diaspher C16 (150x4,6) mm keskmise osakese suurusega 5 µm; liikuva faasi atsetonitriil-0,01 M fosfaatpuhverlahus (pH 4,2) (40:60). Liikuva faasi kiirus 1 ml/min. Spektrofotomeetriline detektor (230 nm)

Kloororgaaniliste pestitsiidide eraldamist HPLC abil alles uuritakse. See on osaliselt tingitud avalikult kättesaadavate selektiivsete tuvastamismeetodite puudumisest pärast nende eraldamist pöördfaasikromatograafia abil. Kloororgaaniliste pestitsiidide (DDT-tüüpi) ja fenoksükarboksüülhapete estrite avastamispiir neeldumisel 254 nm juures on vastavalt 1–15 ja 15 µg.

Fosfororgaaniliste pestitsiidide jääkide analüüsimeetodina ei ole HPLC nõuetekohast jaotust leidnud. Need ühendid tuvastatakse neeldumise 254 nm juures, koliinesteraasi inhibeerimise ja

polarograafiliselt. Näidatud on fosforitundlike detektorite rakendatavust fosfororgaaniliste ühendite selektiivseks tuvastamiseks HPLC-s.

Üks olulisi küsimusi, mis määrab pestitsiidide määramise tundlikkuse, on tuvastamise meetod. Enamikku uuringuid iseloomustab spektrofotomeetrilise meetodi kasutamine, kuid selle kasutamist piiravad mitmed tegurid: kõik ühendid ei imendu hästi, erinevatel ühenditel on erinev neeldumisspekter. Seetõttu on sobivat lainepikkust väga raske valida. Keskkonnas võib olla teisi ühendeid, mille olemasolul on pestitsiidide määramine keeruline.

Viimasel ajal on laialdaselt uuritud elektrokeemilise detekteerimise (ECD) võimalusi vedelikkromatograafias. Püüdes suurendada kloororgaaniliste pestitsiidide HPLC tuvastamise tundlikkust, konstrueerisid Dolan ja Sieber Coulson Electrolytic Conductometric Detectori (ECDC) täiustatud versiooni. Seda detektorit iseloomustab kõrge selektiivsus kloororgaaniliste ühendite määramisel, selle lineaarne vahemik vastab kontsentratsiooni muutusele viie suurusjärgu piires ja lindaani tuvastamise alumine piir on 5–50 ng. EPDC rakendatavust analüütilises süsteemis on tõestatud salatilehtede ja jõevee toorekstraktide analüüsiga, mis sisaldavad aldriini ja dieldriini kontsentratsioonides alla 10-4%. Sel juhul UV-detektori kasutamine lainepikkusega 254 või 220 nm ei võimalda aldriini ja dieldriini määramist.

Voltampermeetriliste detektorite abil saavutatud tuvastuspiirid, seadme suhteline lihtsus ja vastuvõetav hind muudavad selle meetodi üsna sobivaks orgaaniliste ainete jälgede analüüsimiseks. Kui kasutate ECD-d, mis töötavad sisse

taastumisrežiimis on üheks oluliseks probleemiks eluendis lahustunud hapniku taastumine, mille tipp võib segada analüüdi määramist. Lahustunud hapniku eemaldamiseks on erinevaid viise, kuid pestitsiidide nii madalate tuvastatavate kontsentratsioonide juures ei ole alati võimalik selle jälgedest vabaneda. Sellega seoses tehakse võimalusel pestitsiidide määramine anoodipotentsiaali piirkonnas.

Kombinatsioonis HPLC meetodiga kasutatakse kõige sagedamini amperomeetrilist detekteerimist, mille käigus hoitakse tööelektroodi potentsiaal konstantsena ning mõõdetakse elektroaktiivsete molekulide oksüdeerumisel või redutseerimisel tekkivat voolu aja funktsioonina. Amperomeetriline detektor võimaldab kõrge tundlikkusega tuvastada mitmesuguseid pestitsiide: tiram, triasiinid (simasiin, atrasiin, tsüanasiin, propasiin ja anilasiin), karbamaadi pestitsiidid (barbaan, bajon, benomüül, kloorprofaam, landriin, mesurool, profam, sevin , aminokarb, karbendasiim, desmedifaam), fenüüluurea pestitsiidid (metobromuroon ja linuroon). Neid ühendeid määratakse vetes amperomeetrilise detektori abil, enamasti on avastamispiirid madalamad kui spektrofotomeetrilise detektoriga. Näiteks aminokarbi ja karbendasiimi avastamispiir on alla 1 µg/l, desmedifaami ja dikloraani puhul alla 5 µg/l, metamitroni puhul 10 ng/l, kloortolurooni ja isoproturooni puhul 20 ng/l.

Polütsükliliste aromaatsete süsivesinike määramine

(PAH). Üsna sageli kasutatakse vees ja pinnases PAHide määramiseks vedelikkromatograafiat. Kui on vaja üheaegselt määrata keskmise ja vähese lendumisega aromaatseid süsivesinikke, valitakse tavaliselt pöördfaasi kõrgsurvevedelikkromatograafia.

Oktadetsüülsilikageeli (ODS) pöördfaaside ainulaadsete omaduste ja laialdase kättesaadavuse tõttu on enamik PAH-uuringuid läbi viidud nende faasidega. Poogitud süsivesinikradikaali ahela pikkuse vähenemisega vähenevad mahtuvusteguri väärtused kiiresti, mis raskendab oluliselt PAH-de mitmekomponentsete segude analüüsi. Seega on PAH-de retentsiooniaeg identsetes tingimustes (liikuva faasi koostis, eluendi voolukiirus, temperatuur, kolonni mõõtmed) Nucleosil C18 kolonnis umbes kaks korda pikem kui Nucleosil C8 kolonnis. Arvatakse, et PAH molekulid jäävad van der Waalsi jõudude tõttu alküülsilikageeli mittepolaarsele pinnale ja sideme tugevus suureneb külgahela pikkuse suurenedes.

PAHide eraldamiseks kasutatakse ka poogitud polaarsete rühmadega sorbente. Sorbentide pinna modifitseerimiseks kasutatavad alküül(arüül)alkaanide radikaalid sisaldavad ühte või mitut polaarset rühma (-NH2, -NO2, -OH, -CN jne). PAH-i retentsiooni mehhanism poogitud polaarsete rühmadega sorbentidel on üsna keeruline.

Arvesse võetakse proovikomponentide π-elektroonilise süsteemi ja polaarpinna erinevate struktuuride vastasmõju. Asendamata PAH-id elueeritakse molekulmassi kasvavas järjekorras. Aminorühmi sisaldavas polaarses faasis suureneb PAH-de retentsioon koos aromaatsete tuumade arvu suurenemisega molekulis. Erinevalt hüdrofoobsete silikageelidega kolonnidest mõjutab alküülrühmade olemasolu PAH-i molekulides polaarsetel faasidel retentsioonijärjestust vähe, mistõttu on võimalik neid faase kasutada esialgseks fraktsioneerimiseks PAH-de komplekssegude analüüsimisel.

Praktikas toimub PAH-de eraldamine sagedamini hüdrofoobsetel silikageelidel, kuna eraldumise selektiivsus on suurem, tulemuste reprodutseeritavus on parem ning kromatograafiliste kolonnide kasutusiga on samuti pikem.

Pöördfaasikromatograafias kasutatakse PAH-de eraldamiseks eluentidena kõige sagedamini vee-alkoholi segusid (vesi-metanool) ja vee-atsetonitriili segusid. Üksikute PAHide suhtelised retentsiooniajad on väga erinevad, seetõttu kasutatakse sagedamini gradientelueerimisrežiimi.

PAHide tuvastamiseks on palju võimalusi: amperomeetriline, fluorestseeruv, ultraviolettkiirgus. Kõige sagedamini kasutatav PAH-de fluorestsentstuvastus. HPLC koos fluorestsentsdetektoriga on selektiivne ja tundlik meetod PAH-de määramiseks looduslikes proovides. Dioodimassiiviga UV-VIS spektrofotomeetriline detektor on kasulik PAH-de kvantitatiivseks ja kvalitatiivseks analüüsiks pinnaseproovides nanogrammivahemikus, samas kui fluorestsentsdetektorit on soovitatav kasutada PAH-de analüüsiks veeproovides pikogrammivahemikus.

Fluorestsentsdetektori kõrgeima tundlikkuse saab saavutada ainult üksikute PAH-de optimaalse ergastuse ja fluorestsentsi lainepikkustel. See on võimalik ainult nende lainepikkuste ajas programmeerimisel. Pärast kõigi individuaalsete parameetrite optimeerimist jõuab joogivees üksikute PAH-de tuvastamise miinimumpiir 0,5 pikogrammini.

Laialdaselt tunnustatud EPA metoodikad soovitavad naftaleeni, atsenaftüleeni, atsenafteeni ja fluoreeni määramist ultraviolettdetektoriga ning kõigi teiste PAH-de puhul kasutada fluorestsentsdetektorit. Joonisel fig. 24 on kujutatud 16 prioriteetse PAH-i segu eraldamist.

Riis. Joonis 24. EPA polütsükliliste aromaatsete süsivesinike standardsegu kromatogramm: 1 - naftaleen; 2 - atsenafteen; 3 - fluoreen; 4 - fenantreen; 5 - antratseen; 6 - fluoranteen; 7 - püreen; 8 – 3,4-dibensantratseen; 9 - krüseen; 10-3,4-bensfluoranteen; 11-11,12-bensfluoranteet; 12-3,4-benspüreen; 13 - 1,2,5,6-dibensantraat ja 1,12-bensperüleen; 14 - 2,3-o-fenüleenpüreen.

Kolonn (150x4,6 mm) Mightysil RP-18; mobiilne faas: (75:25)

atsetonitriil-vesi: detektor ─ fluorestsents, programmeerimisrežiim fluorestsentsi lainepikkuste järgi

PAH-de määramine keskkonnaobjektides, eriti veekogudes

Ja mullad on praktilise analüütilise keemia oluline probleem.

IN Kirjanduses on palju töid, mis on pühendatud PAHide määramisele HPLC abil vees ja pinnases. Nende tööde andmed on kokku võetud vastavalt tabelis 1. 16 ja 17.

Raskused PAH-de määramisel HPLC abil on seotud vajadusega ekstraktide eelpuhastamiseks ja oluliste raskustega seotud ainete tuvastamisel.

keemiline

struktuur

isomeerne

ühendused.

Tabel 16. PAHide määramine HPLC abil vetes

	Määratletud PAH-id	Statsionaarne faas	mobiilne faas	Detektor	Cmin , ng/l
Joomine	Fl, B(b)F, B(k)F, B(a)P,		Atsetonitriil: vesi
Joomine	B(g,h,i)P, Ind(1,2,3-cd)P	(250x4,6) mm, 5 mikronit	gradiendi režiim
	B(g,h,i)P, Ind(1,2,3-cd)P	(250x4,6) mm, 5 mikronit	gradiendi režiim
reostunud			Atsetonitriil: vesi
		(100x8) mm, 5 µm	gradiendi režiim
		Lichrospher RAS S-18	Atsetonitriil: vesi
		(125 × 2) mm, 4 µm	gradiendi režiim
		(125 × 2) mm, 4 µm	gradiendi režiim
Pind			Metanool: vesi (85:15) koos
Pind		(250x4,6) mm, 5 mikronit
		(250x4,6) mm, 5 mikronit
		Spherisorb S5 RAS	Atsetonitriil: vesi (80:20)
		(150 × 4,6) mm, 5 µm	isokraatlik režiim
		(150 × 4,6) mm, 5 µm	isokraatlik režiim
	Fl, B(b)F, B(k)F, B(a)P,		Metanool: vesi (85:15)
	B(g,h,i)P, Ind(1,2,3-cd)P	(165 × 4,6) mm, 5 µm	isokraatlik režiim
	B(g,h,i)P, Ind(1,2,3-cd)P	(165 × 4,6) mm, 5 µm	isokraatlik režiim
Pind			Atsetonitriil: vesi
		(250x4,6) mm, 5 mikronit	gradiendi režiim
		(250x4,6) mm, 5 mikronit	gradiendi režiim
	Fl, P, B(a)P		Atsetonitriil: vesi
		(150 × 4) mm, 5 µm)	gradiendi režiim
		(150 × 4) mm, 5 µm)	gradiendi režiim
Loomulik		Lichrospher 100 RP-18	Atsetonitriil: vesi (80:20)		0,5 ng/l (B(a)P)
		(125 × 4) mm, 5 µm	isokraatlik režiim		0,5 ng/l (B(a)P)
		(125 × 4) mm, 5 µm	isokraatlik režiim
	Fl, B(b)F, B(k)F, B(a)P,	SpherisorbODS-2	Atsetonitriil: vesi (80:20)		~ 8 lk (B(a)P)
	B(g,h,i)P, Ind(1,2,3-cd)P	(300 × 4) mm, 5 µm	isokraatlik režiim		~ 8 lk (B(a)P)
	B(g,h,i)P, Ind(1,2,3-cd)P	(300 × 4) mm, 5 µm	isokraatlik režiim
Urban		Hüpersilroheline PAH	Atsetonitriil: vesi
		(100 × 4,6) mm, 5 µm)	Atsetonitriil: vesi
		(100 × 4,6) mm, 5 µm)	gradiendi režiim
			gradiendi režiim

Märkused: Fl - fluorestsentsdetektor; Amp - amperomeetriline detektor;

TCAA, trikloroäädikhape; i-PrOH, isopropanool; 16 PAH - 16 PAH EPA standardsegust

Fl, fluoranteen; P - püreen; B(b)F, benso(b)fluoranteen; B(k)F, benso(k)fluoranteen; B(g,h,i) – benso(g,h,i)perüleen;

Ind(1,2,3-cd)P, indeno(1,2,3-cd)püreen;

SO – avastamispiir

Tabel 17. PAHide määramine muldades HPLC abil

mulla tüüp	Määratletud	liikumatuks	Liigutatav	C min,

Settekujuline		C18 ((250 × 4,6)	Atsetonitriil:
hoiused
			gradient

Muld		C18 ((250 × 4,6)	Atsetonitriil:
	B(k)F, B(a)P,
			gradient


Tugevalt			Atsetonitriil:
määrdunud			vesi (80:20)
		ODS ((243 × 4)	isokraatlik
			vihje režiim
		C18 ((250 × 4,6)	Atsetonitriil:
määrdunud
			gradient

Settekujuline		C18 ((250 × 4,6)	Atsetonitriil:
hoiused
			gradient

Jõeveeproovide analüüsimisel, kuna need võivad sisaldada fluorestseeruvate ühendite segusid, on PAH suhteliste retentsiooniaegade juures soovitatav kasutada PAH-fraktsioonide esialgset eraldamist õhukese kihi kromatograafiaga (TLC) ja sellele järgnevat üksikute PAH-fraktsioonide analüüsi pöördfaasi abil. HPLC fluorestsentsdetektoriga.

Muldades ja PAH-de looduslikes keerulistes segudes võib konkreetsete PAH-isomeeride määramiseks olla vajalik kasutada normaalfaasi HPLC meetodit. See meetod võimaldab eraldada ja kontsentreerida isomeerid, mida on üldiselt raske määrata

PAH-de fraktsioonid madalate kontsentratsioonide või fluorestsentstuvastuse suhteliselt madala tundlikkuse ja selektiivsuse tõttu. Kirjeldatakse meetodit meresetete loodusliku ekstrakti eraldamiseks aminopropüülsilikageelil. See eeletapp võimaldab valmistada fraktsioone, mis sisaldavad ainult isomeerseid PAH-e ja alküülasendatud isomeere. Isomeersete PAH-de fraktsioone analüüsitakse fluorestsentsdetektoriga pöördfaasi HPLC abil.

Seega võimaldab fluorestsents- ja ultraviolettdetektorit kasutav HPLC määrata PAH-sid erinevates objektides. Analüüsi edukuse määravad nii eraldamise ja tuvastamise tingimused kui ka proovi pädev ettevalmistamine analüüsiks.

Õhusaaste määramine. Õhus leiduvate saasteainete määramiseks kasutatakse HPLC-d harvemini kui vees ja pinnases. See meetod on hädavajalik toksiliste makromolekulaarsete ja kõrge keemistemperatuuriga orgaaniliste ühendite määramiseks õhus: nende hulka kuuluvad dioksiinid, pestitsiidid, polüklorobifenüülid, PAH-d, fenoolid, aromaatsed amiinid ja imiinid, asareenid (lämmastikku sisaldavad heterotsüklilised süsivesinikud) ja nende metüülderivaadid. Kõikidel juhtudel püütakse eelsaastavad komponendid õhust kinni spetsiaalsetes kontsentreerimistorudes ning pärast adsorbendifaasist ekstraheerimist analüüsitakse saadud HPLC lahust.

Olulisim on PAH-de määramine õhus (atmosfääriõhu maksimaalne kontsentratsioonipiir on 10-6 mg/m3, tööpiirkonna õhk - 1,5,10-4 mg/m3), viiakse läbi kontsentraadi analüüs. samamoodi nagu kirjeldatud vee ja pinnase puhul. Suurt tähelepanu pööratakse ka fenoolide ja kresoolide määramisele. See ülesanne on eluruumide jaoks oluline, kuna ehitusmaterjalid, katted ja mööbel võivad fenoole vabastada. Need püütakse kinni, kui õhku pumbatakse läbi leeliseliste lahuste või spetsiaalsetel

Pestitsiidide kvalitatiivse iseloomustamise meetodid

Pestitsiidide lineaar-logaritmiliste retentsiooniindeksite ja suhtelise optilise tiheduse määramine pöördfaasi kõrgfektiivses vedelikkromatograafias

Potentsiaalsete fosfororgaaniliste pestitsiidide hüdrofoobsuse parameetrite hindamine nende retentsiooniindeksite järgi pöördfaasilise kõrgjõudlusega vedelikkromatograafias

Taimsete objektide pestitsiidide sisalduse hindamise välisstandardi ja standardlisandi meetodite võrdlus

Sarnased artiklid